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LILRB4是一种免疫抑制受体，其靶向药物正在进行多项临床前和临床试验。目前，实体瘤中缺乏功能性LILRB4配体不仅限制了早期抗体筛选的策略，还导致缺乏伴随诊断（CDx）标准，而CDx标准对早期临床试验的客观缓解率至关重要。在这里，作者表明半乳糖凝集素-8（Gal-8）是LILRB4 的高亲和力功能配体，其连接通过激活 STAT3 和抑制NF-κB 诱导M-MDSC。值得注意的是，Gal-8（但不是APOE）可以诱导 MDSC，并且两种配体都非竞争性地结合LILRB4。Gal-8 表达促进小鼠体内肿瘤生长，在这种情况下敲除LILRB4 可减弱肿瘤生长。能够功能阻断 Gal-8 的抗体能够在体内抑制肿瘤生长。这些结果将Gal-8 确定为 LILRB4 的MDSC 驱动配体，并重新定义了一类实体瘤抗体。该文于2024年1月发表于《Cell
Reports Medicine》，IF=14.3。技术路线：
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主要研究结果：
1、Gal-8与肿瘤微环境中髓样细胞介导的抑制相关
本研究的框架总结如下图1A。越来越多的研究表明，半乳糖凝集素家族在免疫逃逸中起着重要作用，它们在肿瘤免疫调节中的作用可能与某些成员在胎盘等免疫豁免器官中的选择性表达有关。作者通过在人类蛋白质图谱上搜索所有与半乳糖凝集素相关的蛋白质来分析半乳糖凝集素的表达模式。尽管有四种半乳糖凝集素在免疫特权组织中高度表达，包括合体滋养细胞和精子细胞，但只有Gal-8 在两者中高度表达。此外，Gal-8在精子细胞中的表达最高。作者还利用半乳糖凝集素的亚细胞定位及其在肿瘤中的表达来鉴定该家族的特定成员Gal-8 （图1B)，进一步的研究证实了Gal-8在肿瘤免疫调节中的潜在价值。Gal-8被发现与肿瘤微环境中的 T 细胞功能障碍有关，如TIDE模型所表征的那样。如图所示图1C，在表达低水平Gal-8的肿瘤中，T细胞浸润与更好的预后相关。然而，在高表达Gal-8 的肿瘤中不存在这种关联。MDSCs被列为可能与T细胞排除（图1D）。为了探究Gal-8在MDSC中的作用，作者使用TIMER
2.0算法计算免疫浸润，并基于癌症基因组图谱（TCGA）数据集进行MDSC浸润水平与LGALS8表达之间的Pearson相关性分析。该研究揭示了各种癌症类型的正相关关系，包括腺样囊性癌、皮肤黑色素瘤（图1E）、食管癌、肾状细胞癌、肝细胞癌和子宫癌肉瘤。![]()
图1、Gal-8与肿瘤微环境中髓样细胞介导的免疫抑制有关，并与可溶性和膜LILRB4 结合
2、Gal-8与可溶性和膜结合 LILRB4
作者试图确定Gal-8 是否通过与免疫检查点膜蛋白结合来调节免疫细胞功能，以进一步鉴定受Gal-8 影响的 MDSC 亚群。在作者测试的受体中，观察到Gal-8 和 LILRB4 （图1F）。作者使用各种方法确认了这种结合的存在和强度。在细胞中过表达的Gal-8的免疫荧光标记显示细胞质点状分布，如图1G。然而，在共表达LILRB4 的细胞中，Gal-8 的分布急剧变化为类似于LILRB4 的模式（图1G）。免疫共沉淀测定也证实了细胞中这些蛋白质之间的相互作用（图1H）。然后，作者使用生物层干涉法（BLI）测定法和ELISA 表征了 Gal-8 和LILRB4 之间的结合亲和力。Gal-8 和LILRB4 之间的结合亲和力（KD=
1.02 μM）（图1I）比PD-1/PD-L1高几倍（在7.2至8.2μM之间变化，取决于测定）。半数最大有效浓度（EC50）的Gal-8在ELISA结合试验中为1.38μg/mL，R20.994。LILRB4和 Gal-8 的交联导致大量形成更大分子量（对应于由两个蛋白质单体以1：1 比例形成的聚合物的分子量）复合物。3、Gal-8诱导单核细胞 M-MDSC 扩增
为了研究Gal-8 的细胞学功能，作者首先证实了 Gal-8 与HEK293 细胞表面表达的 LILRB4 的结合（图2A）。免疫细胞中的LILRB4主要在单核细胞中表达，包括正常单核细胞和浆细胞样树突状细胞（DCs）。据报道，LILRB4与 Gal-8 的潜在髓样调节能力一致，可诱导DC 的耐受性和 M-MDSC 的扩增。因此，作者从外周血单核细胞（PBMC）中分离出CD14 细胞，用 Gal-8 处理它们，并进行转录组测序分析、分泌细胞因子的ELISA 测定和 T 细胞增殖测定（图2B）。转录组分析显示，两组CD14细胞（图2C）。据报道，在最显著的上调基因中，C300e、IL-6和 MMP8 对MDSC 功能至关重要，S100A8/9/12、FCN1和 VCAN 被报道为MDSC 表型的标志物（图2D）。许多其他与MDSC功能和诱导相关的基因被上调，包括CXCL1/2/5、CCL2/7、C3、MMP14、FPR1、IL-1A、MERTK、APQ9和IL-10。MDSC的阴性标志物HLA-DR以及与MDSC积累和扩增呈负相关的基因，如MMP12、RSAD2、LIPA、STAT1和ECM1，均显著下调（图2D）。其他下调基因与DC和巨噬细胞免疫应答以及T细胞活化有关，如CD1a/b/c和CCL17。作者进一步进行了基因集富集分析（GSEA），以研究用或不用Gal-8 （图2E）。结果，作者发现一组聚集在特定单核细胞表型中的基因集在Gal-8处理的细胞中显着富集。这些表型包括肿瘤暴露的单核细胞（荷瘤小鼠的肿瘤单核细胞或脾脏单核细胞）、M-MDSC样单核细胞（Ly-6C-高单核细胞）和具有更强抑制功能的MDSC （HDC-KO MDSC）（图2E）。考虑到LILRB4 存在已发现的配体 APOE，有必要澄清这两种配体在结合和功能方面的差异。在ELISA测定中，当添加浓度增加的APOE时，Gal-8与LILRB4的结合不受影响，表明Gal-8和APOE在不同的构象区域或以不同的方式结合LILRB4。因此，作者探讨了Gal-8对M-MDSC表型的影响。对于人源性PBMC，作者添加了粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF）以在体外维持单核细胞，而无需添加通常用于诱导MDSC的其他细胞因子。作者发现Gal-8在这种情况下充分诱导了M-MDSC的扩增。与Gal-8相比，APOE对M-MDSCs（图2F）。此外，T细胞增殖试验证明Gal-8诱导的MDSCs具有功能能力（图2G）。值得注意的是，Gal-8仅添加到分离的 CD14 细胞中3 天，但未添加到共培养细胞中。随着Gal-8浓度的增加，处理后的CD14细胞对T细胞的抑制作用增强。![]()
图2、Gal-8结合 LILRB4 诱导MDSC 扩增
4、Gal-8-LILRB4相互作用激活信号转导和转录激活因子3 （STAT3）并通过SHP-1 抑制核因子κB（NF-κB）
作者进一步探讨了Gal-8 与 LILRB4 结合对下游信号转导因子的影响。THP-1细胞系表达高水平的 LILRB4，通常用于单核细胞研究。为了更好地证明Gal-8-LILRB4的功能，使用shRNA慢病毒（THP-1
LILRB4 KD）构建了LILRB4敲低（KD）THP-1细胞系，并使用货物慢病毒构建了对照细胞系（THP-1载体）。LILRB4的胞内结构域包含三个 ITIM，据报道它们募集含有Src 同源性 2 （SH2）的酪氨酸磷酸酶（SHP）和含有SH2 结构域的肌醇磷酸酶（SHIP）来转导抑制信号。将Gal-8 加入 THP-1（载体或LILRB4 KD）细胞中，并检测到下游磷酸酶的磷酸化。作者发现SHP-1 磷酸化（而不是 SHP-2 或SHIP-1）在 THP-1 载体细胞中以浓度依赖性方式升高，但在LILRB4-KD THP-1 细胞中则不然（图3A），这与之前关于LILRB4促进SHP-1磷酸化能力的报告一致。此外，作者在Gal-8-LILRB4 相互作用时检测到显着的NF-κB 抑制（图3B），可能是因为对SHP-1的特异性影响。此外，据报道，STAT3被 SHP-1 激活并有助于MDSC 诱导。因此，发现 STAT3 磷酸化被Gal-8 激活（图3B）。在另一种单核细胞系MV411中也观察到了同样的现象，该单核细胞系高表达LILRB4（图3C）。在LILRB4
KD细胞中，NF-κB磷酸化水平不受Gal-8抑制，STAT3磷酸化较弱，表明下游信号转导依赖于LILRB4。已经发现SHP-1、SHP-2 和SHIP 可以使 LILRB4 ITIM 适应不同的下游信号通路。Gal-8/LILRB4/SHP-1轴对 ERK1/2 信号传导没有影响，尽管肺癌细胞中的LILRB4 可能通过 SHP-2 和SHIP-1 激活 ERK1/2。同样，Gal-8/LILRB4/SHP-1轴不影响 Akt 磷酸化，这可能是由于LILRB4 在某些淋巴瘤细胞中募集 SHP-2 引起的。据报道，APOE-LILRB4相互作用通过 SHP-2 激活AML 细胞中的 NF-κB，减少LILRB4 KD THP-1 细胞中的NF-κB 核易位。作者在分离细胞质和细胞核部分后检测到NF-κB 和STAT3。结果与LILRB4 KD细胞中核蛋白库中的NF-κB降低的报告一致。作者的研究结果表明，磷酸化的NF-κB在没有LILRB4的情况下大大增强，并且LILRB4
KD细胞中STAT3的磷酸化低于对照细胞（图3D）。在分离的CD14细胞中进一步研究了STAT3和NF-κB的调控（图3E).![]()
图3、Gal-8-LILRB4相互作用激活STAT3并抑制NF-κB通路
5、SHP-1-STAT3-S100A8/9作为 Gal-8-LILRB4 相互作用的下游途径
在图3B和3C，STAT3和NF-κB磷酸化改变，表现出不同的时间特性;具体而言，STAT3磷酸化的增加在24小时时更明显，而NF-κB磷酸化的抑制在更长的时间后更明显。因此，作者推断从SHP-1 到 STAT3 的磷酸化更直接地受到调节，而间接地调节到NF-κB。作者首先澄清了Gal-8-LILRB4信号转导引起的STAT3磷酸化改变主要发生在酪氨酸705，而不是丝氨酸727。此外，SHP-1的选择性抑制剂TPI成功阻断了STAT3磷酸化，支持单核细胞中SHP-1-STAT3通路的功能。检测到S100A8/9 均与STAT3 激活一致（图3F）。它们被认为是MDSC诱导过程中STAT3信号传导的关键因素，也是人类M-MDSC的标志物。细胞因子信号转导抑制因子（SOCS3）是STAT3 的负反馈调节因子。据报道，NF-κB调节 SOCS3 表达，导致STAT3 抑制。在作者的测定中，SCOS3 没有与STAT3 激活同时减少，这表明它可能不是 STAT3 磷酸化改变的原因（图3F)。6、Gal-8-LILRB4-SHP-1通过 TRAF6-NF-κB抑制 ADAM17
据报道，SHP-1通过去磷酸化 TRAF6 来抑制TRAF6 泛素化，45TRAF6 泛素化被认为可以激活NF-κB。因此，作者用抗TRAF6 抗体拉下 TRAF6，并通过免疫印迹检测泛素化。在LILRB4
KD细胞中，TRAF6的泛素化更强，NF-κB的磷酸化得到促进（图3G）。在野生型（WT）THP-1 细胞中，Gal-8 处理下调了TRAF6 的泛素化（图3H）。在与过表达Gal-8的HEK293细胞共培养的THP-1（NF-κB）报告细胞中，与载体细胞共培养的细胞相比，NF-κB信号转导也被抑制（图3I)。NF-κB是一种定位良好但复杂的转录因子，可控制各种靶基因的转录。通过对文献的探索，作者确定了NF-κB调节因子ADAM17，这与IL-6信号传导密切相关。ADAM17被认为参与免疫调节。THP-1细胞中ADAM17的膜表达随着Gal-8的增加而降低，而LILRB4的KD增加ADAM17的表达（图3J）。7、Gal-8和 LILRB4 相互作用促进体内肿瘤生长
在进行体内实验之前，作者通过ELISA确认了小鼠LILRB4和人Gal-8的结合（图4A）。使用CRISPR-Cas9技术，从C57BL
/ 6Smoc小鼠中构建了lilrb4敲除（HE）小鼠品系。使用野生型C57BL
/ 6Smoc小鼠作为对照。B16 是一种来源于C56BL/6 小鼠的黑色素瘤细胞系，用质粒转染以构建过表达人Gal-8（HuGal-8-OE，下文称为Gal-8-OE）的稳定细胞系。载体质粒用于构建对照细胞系（Vector）。一种与人和小鼠Gal-8 结合的抗体用于免疫印迹检测，表明与过表达的蛋白质水平相比，内源性表达的Gal-8 相当低。MC38细胞系还用于构建过表达Gal-8的稳定转染细胞系，并用于后来的实验。将细胞皮下注射到lilrb4 敲除（lilrb4-KO）和WT 小鼠（图4B）。注射后9天在大多数小鼠中可检测到皮下肿瘤。每3 天测量一次肿瘤大小，直到肿瘤大小在伦理上不可接受。随着时间的流逝，Gal-8-OE肿瘤的生长速度快于WT肿瘤，并且在WT小鼠中而不是在lilrb4-KO小鼠中生长（图4C）。处死后，对解剖的肿瘤进行体内和离体拍摄(图4D)。在另一批实验中，只有肿瘤体积超过伦理限值或溃疡的小鼠被处决并记录为死亡。计算四组小鼠的生存曲线（图4E)。在检测MDSCs的流式细胞术测定中，M-MDSCs被定义为CD11bLy+−6CLy-6G型+−细胞和G-MDSC 作为 CD11bLy6GLy++−6C−细胞。在接种Gal-8-OE细胞的两组中分离出的肿瘤中，lilrb4-KO组的M-MDSC水平明显低于WT组（图4F）。还对脾细胞和PBMCs进行采样以评估全身性M-MDSCs的水平，WT
+ Gal-8-OE组在两者（图4G和 4H）。值得注意的是，PBMCs中WT
+ Gal-8-OE组的M-MDSC水平高于WT
+ WT组（图4G）。在脾细胞中，WT
+ Gal-8-OE组的M-MDSC水平高于lilrb4-KO
+ Gal-8-OE组（图4H）。G-MDSCs在肿瘤、PBMS或脾细胞的四组中均无显著差异。据报道，MDSC可抑制 T 细胞浸润并诱导Tregs。使用解剖的肿瘤样本，对 FoxP3 和CD8 进行免疫组化（IHC）染色。结果显示，Gal-8和 LILRB4 在两种B16 肿瘤中都上调了 Treg 水平并下调了CD8 T 细胞浸润（图4I和 4J）。FOXP3和 CD8 IHC 染色的代表性视图显示在图4分别为K 和 4L。机制研究揭示了LILRB4 调节单核细胞活性的两种下游途径（图4M).![]()
图4、Gal-8和LILRB4相互作用改变微环境，促进体内肿瘤生长
8、与特定表位结合的抗LILRB4 单克隆抗体阻断了Gal-8-LILRB4 相互作用和肿瘤生长
基于配体受体活性的功能基础，作者试图开发可以阻断Gal-8-LILRB4结合的抗体药物。用人LILRB4胞外结构域重组蛋白对小鼠进行免疫，分离其脾细胞并与杂交瘤细胞融合，然后筛选产生单克隆抗LILRB4抗体（图5A）。验证后，鉴定出24种单克隆抗体与重组LILRB4蛋白特异性结合。然后，作者对这些抗体进行了表位分箱，并鉴定了四个不同的分箱（图5B）。BLI分析显示，克隆 3-11、4-25和 4-39 与LILRB4 蛋白（图5C），而来自其他箱子的抗体则没有。由于竞争性抗体与相同或相似的表位结合，因此从每组中挑选出抗体进行ELISA 测定，以查看它们是否可以阻断 Gal-8 和LILRB4 的结合。结果表明，来自料仓4的克隆4-25具有浓度依赖性封闭效应。之后，在更高浓度下检测bin 4 的所有抗体，以获得浓度依赖性阻断效应（图5D）。半数最大抑菌浓度（IC503个无性系的无性系分别为0.823（3-11）、0.013（4-25）和2.349（4-39）μg/mL。对于具有较低IC 的克隆 3-11 和4-2550，作者使用 BLI 系统测试了它们与LILRB4 蛋白的结合亲和力，结果为 3.97 × 10−10M 和7.11 × 10−9M，分别（图5E)。为了确定bin 4 抗体的表位，作者根据 LILRB4 胞外结构域的序列设计了11 种多肽（即 P1−P11），其长度为27 个氨基酸且末端重叠。作者通过ELISA检测了抗体与这些肽的结合。该方法可以检测抗体与线性表位结合的能力，与不同肽结合的抗体具有不同的表位，例如克隆4-13和4-25，以及与多肽P10结合的克隆4-25和3-11（图5F）。由于克隆3-11 的结合信号更强，作者接下来使用克隆 3-11 进一步确认P10 上的哪些氨基酸残基是关键结合位点。作者通过将27 个氨基酸残基突变为丙氨酸（一种极性差的氨基酸）来获得27 种不同的突变肽，然后确定哪些突变显着影响了与这些肽结合的抗体。结果表明，PHE190和CYS195之间的氨基酸突变影响了结合强度，表明这可能是克隆3-11的结合表位，如图所示图5G。在测试抗体的生物学功能之前，作者使用THP-1细胞明确了抗体与细胞表面表达的LILRB4蛋白结合(图5H)。与小鼠IgG相比，克隆3-11和克隆4
- 25均降低了Gal-8诱导的MDSC扩增(图5I)。为了避免Fc段在体外干扰细胞信号传导，作者用木瓜蛋白酶消化抗体4-25并纯化Fab段。从人PBMC中分离CD14细胞并暴露于Gal-8处理，STAT3的磷酸化水平随着4-25
Fab蛋白浓度的增加而降低。相反，NF-κB的值增加，逆转了Gal-8（图5J）。用Gal-8处理的CD14单核细胞的形态变化也被4-25
Fab蛋白逆转。与上述结果一致，与对照IgG相比，4-25抗体抑制了体内肿瘤的生长（图5K）。在同基因模型中，将人Gal-8 转染的 B16 细胞皮下注射到人源化LILRB4 （hLILRB4）小鼠中。Gal-8-OE
B16 细胞表达的 Gal-8 水平与人黑色素瘤细胞系A375 相当，并且接种肿瘤在体内表达的 Gal-8 后来与人黑色素瘤组织进行了比较。抗体阻断机制以图形方式显示（图5L)。![]()
图5、结合特异性表位的抗lilrb4单克隆抗体阻断了Gal-8-LILRB4相互作用和肿瘤生长
9、阻断Gal-8-LILRB4 相互作用的抗Gal-8 单克隆抗体对肿瘤生长的影响与抗LILRB4 抗体相似
Gal-8作为LILRB4的功能配体，作为治疗靶点具有潜在价值，抗Gal-8抗体的功能可以支持Gal-8-LILRB4相互作用的证明。用人和食蟹猴抗原对小鼠进行交叉免疫，以产生抗Gal-8抗体。通过筛选，作者鉴定了34 种不同的抗体株，它们对人类和食蟹猴 Gal-8 具有高亲和力（图6A），使用BLI 系统（图6B），以及用于ELISA封闭实验的具有不同表位的选定抗体（图6结果，菌株编号26 和 34（克隆名称A237 和 A269）显示出更强的阻断Gal-8 和 LILRB4 结合的能力。为了比较两个克隆在动态环境中的阻塞能力，作者使用BLI系统进行了阻塞检测。具体来说，固定在探针上的A269 或 A237 抗体首先结合Gal-8 蛋白（步骤 1图6D），随后将探针置于重组LILRB4蛋白的溶液中。LILRB4蛋白不能再与与 A269 结合的Gal-8 结合，但继续与 A237 结合的Gal-8 结合（第 2 这种现象可能是由于两种抗体之间的亲和力差异（图6E和 6F）。此外，作者使用过表达小鼠Gal-8 的 B16 细胞的裂解物进行斑点印迹以检测它们与小鼠Gal-8 的结合能力。两个克隆均未显示与小鼠Gal-8的显着结合。在MDSC诱导试验中，抗Gal-8抗体在功能上阻断了Gal-8对MDSC的诱导。为了选择合适的人源性肿瘤来构建体内模型，作者用A269 抗体对不同细胞系中细胞表达的 Gal-8 蛋白进行染色，并通过流式细胞术检测它们，与癌细胞系百科全书数据库中指示的Gal-8 mRNA 水平一致。因为据报道半乳糖凝集素被分泌到细胞外空间，作者使用内部开发的ELISA 试剂盒检测细胞上清液中 Gal-8 的表达。从T25细胞培养瓶中获取细胞上清液。由于两个细胞的数量均未得到控制，因此结果仅表明上清液中存在分泌的Gal-8，而未显示分泌的Gal-8的水平。这些细胞用于构建体内治疗模型。将A375 和 HCT116 细胞以4：1 的比例与人PBMC 混合，并皮下注射到 NCG 小鼠中。当小鼠皮下肿瘤的大小约为80-100毫米时3，将小鼠均匀分为3组（每组n
= 6），腹膜内注射载体溶液、抗Gal-8抗体（克隆A269）和抗LILRB4抗体（克隆4-25）（图6G-6J）。在这些模型中，抗Gal-8 和抗 LILRB4 抗体显示出相当的治疗效果，并且它们对肿瘤体积的抑制对A375 肿瘤更有效。值得注意的是，A375 不仅表达更高水平的Gal-8，而且据报道还用于与 CD14 单核细胞共培养以构建体外M-MDSC 模型，表明抗体的治疗效果与诱导 M-MDSC 的能力之间存在一致性。作者进行了IHC 染色，以检测组织微阵列上 46 名患者的黑色素瘤中Gal-8 表达水平。通过分别对阳性的面积和强度进行评分并计算总分，作者将黑色素瘤组织中Gal-8 的表达分为四个水平（图6K）。超过70% 的黑色素瘤样本具有中等至强的 Gal-8 表达（图6L）。作者还对从体内模型解剖的肿瘤中对Gal-8进行了IHC染色。本研究中使用的Gal-8-OE肿瘤模型显示出与人类肿瘤组织中发现的Gal-8表达水平相当。作者进一步探讨了抗Gal-8抗体联合PD-L1阻断的治疗效果。MC38是一种鼠源性结肠癌细胞系，通常用于构建对抗PD-L1 治疗敏感的小鼠肿瘤模型。在作者用 C57BL/6Smoc WT 小鼠和过表达Gal-8 的 MC38 细胞构建的体内模型中，抗Gal-8 抗体（A269）单独抑制肿瘤生长，并基于抗PD-L1 抗体治疗进一步减少了肿瘤体积（图6M和 6N）。Gal-8抗体一致地导致 CD8 细胞浸润增加和FOXP3 细胞浸润减少。关于体重，抗体处理组小鼠的体重高于载体对照组，没有明显的毒性。![]()
图6、阻断Gal-8-LILRB4相互作用的抗gal
-8单克隆抗体对肿瘤生长的影响与抗lilrb4抗体相似
结论
从机制上讲，作者发现ADAM17-IL6R 通路将NF-κB 抑制和STAT3 激活联系起来。STAT3 和NF-κB 通路的协作被认为通过控制癌细胞和炎症细胞之间的通讯来驱动癌症。59这两种途径之间的相互作用增加了MDSC扩增过程的复杂性，研究人员已经做出了支持MDSC扩增的多阶段模型的假设。60LILRB4诱导的这两种途径相互增强MDSC，表明LILRB4信号转导参与了MDSC扩增的多个阶段。在体内模型中，Gal-8-LILRB4相互作用促进免疫抑制和肿瘤生长，导致预后较差。有趣的是，在检测多个组织中的M-MDSC时，中枢免疫器官中的M-MDSCs与LILRB4表型密切相关。相比之下，外周血中的M-MDSCs更易受肿瘤Gal-8表达的影响，这表明Gal-8和LILRB4对荷瘤小鼠的整体免疫活性相互影响。在此基础上，作者开发了能够功能阻断配体-受体相互作用的抗LILRB4和抗Gal-8抗体，并在体内证实了抗体治疗效果。动物产生的抗体与许多位点结合，可能导致不同的功能。与之前用于治疗实体瘤的LILRB4抗体的研究不同，作者阐明了具有阻断特性的抗体结合的表位，为在早期开发阶段更有效的早期筛选抗体药物提供了可能性。Gal-8作为LILRB4功能配体的发现，也为LILRB4抗体药物的未来临床研究和MDSC靶向药物的新靶点提供了具有潜在价值的CDx标准。鉴于其潜在的临床价值，Gal-8和 LILRB4 的结合在药物开发中值得更多关注。参考文献
Wang Y, Sun Y,
Deng S, Liu J, Yu J, Chi H, Han X, Zhang Y, Shi J, Wang Y, Quan Y, Li H, Xu J.
Discovery of galectin-8 as an LILRB4 ligand driving M-MDSCs defines a class of
antibodies to fight solid tumors. Cell Rep Med. 2024 Jan 16;5(1):101374. doi:
10.1016/j.xcrm.2023.101374. PMID: 38232701; PMCID: PMC10829871.![]()
常规分子实验：ELISA、免疫荧光、免疫共沉淀、BLI 亲和力和表位结合试验、SDS-PAGE 银染法、Western Blotting、免疫组化
细胞实验：流式细胞术
课题设计与申报|分子生物学实验|细胞功能|机制调控|多组学检测分析
