【文献解读】采用斑马鱼模型探讨量子点对眼部发育的影响及其引起视网膜退化的潜在机制
文摘
科学
2024-10-21 17:00
江苏
![]()
![]()
文献：Zheng N, Liao T, Zhang C, Zhang Z, Yan S, Xi X, Ruan F, Yang C, Zhao Q, Deng W, Huang J, Huang ZT, Chen ZF, Wang X, Qu Q, Zuo Z, He C. Quantum Dots-caused Retinal Degeneration in Zebrafish Regulated by Ferroptosis and Mitophagy in Retinal Pigment Epithelial Cells through Inhibiting Spliceosome. Adv Sci (Weinh). 2024 Oct 17:e2406343. doi: 10.1002/advs.202406343. Epub ahead of print. PMID: 39420512.
杂志：Advanced Science
量子点（QDs）被广泛应用，但其对视觉系统的健康影响尚不明确。本研究旨在阐明典型金属量子点对斑马鱼视网膜的影响及其机制。综合组织学、成像及大规模RNA测序的结果显示，InP/ZnS量子点会导致视网膜退化。此外，单细胞RNA测序表明，视网膜色素上皮细胞（RPE）和短波锥形UV感光细胞（PR(UV)）的数量减少，同时中波和长波锥形红、绿和蓝感光细胞（PR(RGB)）数量增加。在机制上，InP/ZnS量子点通过内吞作用进入RPE后，抑制剪接因子prpf8的表达，导致gpx4b mRNA无法剪接，从而降低谷胱甘肽水平，诱导铁死亡和线粒体自噬。RPE的减少导致其无法吞噬受损的PR外段，可能促进PR(UV)向PR(RGB)的分化。使用CRISPR/Cas9系统敲除prpf8或gpx4b时也观察到了视网膜损伤。而过表达prpf8或gpx4b，或补充谷胱甘肽则可以挽救因InP/ZnS量子点引起的视网膜退化损伤。总之，本研究揭示了InP/ZnS量子点对眼部发育的潜在健康风险，并为InP/ZnS量子点引起的视网膜退化的潜在机制提供了有价值的见解。视网膜退化是导致全球数百万人视力丧失的主要原因，其特征为视网膜的逐渐损伤和细胞死亡。视网膜退化损伤常常由突变蛋白、缺氧、血管阻塞和光敏感性引起。越来越多的证据表明，环境污染物如空气颗粒物（PM）和工程纳米颗粒也能引起视网膜退化损伤。例如，在51710名英国生物库参与者中，PM2.5浓度与视网膜厚度呈负相关。实验发现，向小鼠眼内注射二氧化钛纳米颗粒会导致内核层变薄。量子点（QDs）是一种半导体纳米材料，通常直径在2到20纳米之间。这些独特的纳米晶体具有优异的光电和发光特性，使其在发光二极管（LED）、激光器、光探测器、光伏、显示、生物成像和生物医学等应用中具有极大潜力。根据Global Info Research的报告，2021年量子点的全球收入约为45.56亿美元，预计到2028年将增长至255.7亿美元。由于其小尺寸和优异的光学性能，量子点具有良好的穿透眼部屏障的潜力，因此被广泛用于许多眼科研究，包括成像和追踪眼部细胞，抗菌剂，以及眼病治疗。例如，CdSe/ZnS量子点被用于长期追踪脉络膜新生血管模型中的内皮祖细胞。然而，许多研究表明，量子点可能引起心脏，肝脏，肾脏，以及生殖毒性。例如，单次注射50 mg/kg的CdSe量子点通过尾静脉给药可能会通过抑制抗氧化通路导致小鼠肾损伤。我们最近的研究显示，在受精后72小时（hpf）暴露于1 mg/L-1的CdSe/ZnS量子点的斑马鱼胚胎中，会诱发心包水肿。随着广泛的应用，量子点在制造车间、消费产品、医疗设备以及尤其是眼科药物中无处不在。然而，量子点对视网膜的影响常常被忽视，对其在视觉系统中的生物安全性研究相对较少。例如，An等人发现氧化石墨烯（GO）量子点使小鼠的角膜基质层增厚，并诱导角膜细胞凋亡。学者和公众对量子点对眼睛健康的影响愈加关注。本研究旨在探讨几种典型量子点对眼部发育的影响及其机制，采用斑马鱼（Danio rerio）模型。斑马鱼是一种优秀的眼科脊椎动物模型。在72 hpf时，斑马鱼的视网膜已完全发育，其形态和功能与人类视网膜相似，并且在168 hpf时眼睛的完整结构（包括角膜等）和光学反应已完全发育。我们的研究发现，许多类型的量子点，特别是广泛使用的InP/ZnS量子点，导致了视网膜的退化损伤。因此，我们将InP/ZnS量子点作为代表进行重点研究。随后，我们采用单细胞RNA测序（scRNA-seq）和后续实验，如CRISPR/Cas9基因敲除和mRNA过表达，阐明了InP/ZnS量子点诱导的视网膜退化损伤的影响和机制。我们的结果不仅提供了斑马鱼视网膜细胞在暴露于InP/ZnS量子点后发生变化的全面概述，也揭示了InP/ZnS量子点引起视网膜退化的潜在机制。结果
量子点的表征
在本研究中，我们选择了四种量子点（CdSe/ZnS PEG-COOH量子点、InP/ZnS PEG-COOH量子点、锰掺杂的ZnS（Mn:ZnS）量子点和黑磷（BP）量子点），考虑到它们在LED、光伏和显示等领域的当前应用和下一代潜力。通过透射电子显微镜（TEM）对这些量子点的形态和尺寸进行了检测。结果显示，所有量子点均呈球形，直径分别为16.73 ± 3.1、2.21 ± 2.5、6.21 ± 2.1和5.61 ± 2.4 nm（见表S1，支持信息）。在培养基中的亲水动态尺寸分别为90.61 ± 32.39、618.27 ± 17.62、120.20 ± 45.51和247 ± 23.58 nm，且所有的zeta电位均为负值（分别为−17.93 ± 0.85、−14.57 ± 1.19、−7.0 ± 1.38和−0.30 ± 0.84 mV）。通过拉曼光谱验证了量子点的成分，特征峰与先前研究相似（见图1b）。![]()
我们选择了0、0.1和1 mg L−1的量子点在0.5到72 hpf期间暴露于斑马鱼，并比较其对斑马鱼视网膜的影响。结果显示，存活率未受影响，但眼睛尺寸显著减小，其中以InP/ZnS量子点处理组的变化最为明显（见图S1a,b，支持信息）。为了探讨这些量子点对视网膜分层和神经元分化的潜在生物影响，我们采用了命名为Spectrum of Fates（SoFa）的转基因斑马鱼Tg(Atoh7:gapRFP::Ptf1a:GFP::Crx:CFPcaax)。该模型结合了三个荧光蛋白基因，并通过特定于一种或多种视网膜细胞类型的启动子实现同时可视化。这些基因中，Atoh7作为一种重要的促神经元转录因子，是斑马鱼视网膜神经节细胞（RGCs）的标志。Ptf1a特异性表达于视网膜的无长突细胞（AC）和水平细胞（HC）。Crx则是双极细胞（BC）和感光细胞（PR）的标记。因此，RGC通过红色荧光蛋白（RFP）标记，内核层（INL）由AC、HC和BC组成，其中AC和HC用绿色荧光蛋白（GFP）和青色荧光蛋白（CFP）标记，而BC则用CFP标记。外核层是PR的细胞核，用RFP和CFP标记。SoFa胚胎在0.5到72 hpf期间暴露于这四种量子点的1 mg L−1浓度，并在168 hpf时观察到视网膜毒性。如图1c所示，CdSe/ZnS、InP/ZnS和Mn:ZnS量子点组的眼睛尺寸显著减小。更具体地说，这些量子点缩短了RGC层，而InP/ZnS量子点显著减少了外核层（ONL）和内核层（INL）的厚度（见图S1c,d，支持信息）。总之，InP/ZnS量子点对斑马鱼的视网膜发育影响最为严重（见图1c）。由这些金属量子点引起的眼径缩小和视网膜层变薄是视网膜退化的典型症状。因此，我们推测暴露于金属量子点可能会诱导斑马鱼的视网膜退化。为了理解金属量子点导致的视网膜发育损伤的潜在机制，我们选择InP/ZnS量子点作为后续实验的代表。在斑马鱼中，视网膜神经节细胞（RGCs）作为第一种视网膜细胞，在36 hpf时出现，其他类型的视网膜细胞则在72 hpf时完全分化。一项综述总结了斑马鱼对量子点的暴露浓度范围为0.005到100 mg L−1。鉴于10和100 mg L−1浓度下量子点的极大毒性，我们设定了0.001、0.01、0.1和1 mg L−1的浓度，并在0.5到72 hpf期间进行暴露（见图2a）。InP/ZnS量子点的暴露在24 hpf时减少了胚胎运动，延迟了48到60 hpf的胚胎孵化，并在72 hpf时以浓度依赖的方式增加了心率和畸形率（见图S2a,b,c,f，支持信息）。斑马鱼孵化酶基因（zhe1和zhe2）的表达水平在InP/ZnS量子点处理后显著降低（见图S2d,e，支持信息）。孵化延迟使我们考虑InP/ZnS量子点是否导致斑马鱼的发育迟缓。因此，我们测量了斑马鱼的体长，结果发现没有显著变化（见图S2g，支持信息）。一致地，InP/ZnS量子点的暴露并未影响斑马鱼的发育阶段（见图S2h,i，支持信息），进一步证明了InP/ZnS量子点未延迟斑马鱼的发育。![]()
图2 InP/ZnS量子点胚胎暴露导致斑马鱼视网膜退化同时，我们通过荧光显微镜观察到，在72 hpf时InP/ZnS量子点主要分布于卵黄和眼睛，表现为红色荧光信号（见图2b）。此外，我们在72 hpf时分离了斑马鱼的视网膜进行电感耦合等离子体质谱（ICP-MS）分析，发现InP/ZnS量子点暴露增加了铟元素的含量（见图2c）。斑马鱼眼睛的尺寸通常通过水平（X轴）和垂直（Y轴）直径来评估（见图2e）。我们从72到168 hpf期间检查眼睛大小，发现InP/ZnS量子点处理组的X轴和Y轴均显著短于对照组（见图2d,f）。此外，InP/ZnS量子点暴露后，视网膜也经历了退化损伤，经过苏木精-伊红（HE）染色后，在72和168 hpf时均可检测到（见图2g,h）。InP/ZnS量子点暴露导致整个视网膜、视网膜色素上皮（RPE）、外核层（ONL）、内核层（INL）、神经节细胞层（GCL）的厚度以及晶状体的直径以浓度依赖的方式减少（见图S3a–m，支持信息）。SoFa Tg斑马鱼胚胎也在0.5到72 hpf期间暴露于1 mg L−1的InP/ZnS量子点。我们从背面观察视网膜，并发现72 hpf时INL的细胞数量显著减少（见图2i），而168 hpf时所有视网膜细胞的数量均有所减少（见图2j）。光学相干断层成像（OCT）是一种快速且无创的视网膜检查方法，已被广泛应用于眼科。本研究中，我们在21天后（dpf）使用OCT评估视网膜形态，结果显示InP/ZnS量子点暴露的幼鱼视网膜显著变薄（见图2k,l）。综上所述，这些数据表明，InP/ZnS量子点的胚胎暴露干扰了眼睛的发育，并导致斑马鱼视网膜退化。大规模RNA测序揭示了InP/ZnS量子点引起的斑马鱼视网膜退化的潜在机制为了探索InP/ZnS量子点诱导的视网膜退化损伤的生物机制，斑马鱼胚胎在0.5到72 hpf期间暴露于0.1和1 mg L−1的InP/ZnS量子点。随后，我们分离眼睛进行大规模RNA测序。主成分分析（PCA）显示，0.1和1 mg L−1的InP/ZnS量子点处理组与对照组存在显著差异（见图3a）。此外，在|log2FoldChange| > 0.5和p < 0.05的阈值下，0.1 mg L−1和1 mg L−1组分别有852和1378个差异表达基因（DEGs）。Venn图中显示了325个重叠的DEGs（见图S4a,b，支持信息；见图3a,b）。接下来，我们进行了京都基因与基因组百科全书（KEGG）分析。在0.1 mg L−1组中，发现一些通路富集，如钙信号通路、光转导、氧化磷酸化和真核生物的核糖体生物合成（见图3c）。此外，在1 mg L−1组中还有其他一些通路富集，包括核糖体、内质网（ER）中的蛋白质处理、铁死亡和谷胱甘肽代谢等（见图3d）。通过RNA测序的DEG热图，我们发现InP/ZnS量子点暴露引起了多种类型的损伤，包括核糖体、铁死亡、氧化磷酸化以及斑马鱼视网膜中的光转导受损（见图3e）。此外，一些DEG通过qPCR进行了验证（见图3f）。与我们的结果一致，以前的研究报道了CdTe量子点通过氧化应激和炎症引起巨噬细胞的铁死亡。这些结果表明，InP/ZnS量子点引发了多种细胞损伤，并削弱了斑马鱼视网膜中的光转导。然而，仍然不清楚每种类型的视网膜细胞发生了什么。![]()
图3 InP/ZnS量子点胚胎暴露诱导了斑马鱼视网膜中多种类型的细胞损伤，并损害了光转导，使用批量RNA测序单细胞RNA测序分析揭示了InP/ZnS量子点暴露后斑马鱼所有类型视网膜细胞的变化和命运我们采用单细胞RNA测序（ScRNA-seq）分析，揭示了斑马鱼在暴露于1 mg L−1 InP/ZnS量子点后所有视网膜细胞类型的变化和命运。我们从暴露于InP/ZnS量子点的斑马鱼中分离视网膜（每组12条幼鱼共24个视网膜），然后进行ScRNA-seq（10x Genomics）（见图4a，左侧面板）。对照组和InP/ZnS量子点组的文库分别测序，获得的平均深度为391,961,731和396,968,933读取，每个文库的中位数约为1758和2242个独特分子标识符（UMI），每个细胞约有928和1047个基因。我们使用CellRanger处理原始数据，然后利用Seurat R包去除低质量细胞（http://satijalab.org/seurat/）。获得的斑马鱼视网膜数据集包含对照组和InP/ZnS量子点处理组的7350和7133个高质量单细胞转录组。为了表征整个视网膜细胞的图谱，使用典型相关分析（CCA）集成数据集，进行无监督聚类，并通过统一流形近似和投影（UMAP）可视化（见图4a，右侧面板）。根据不同视网膜细胞的前五个DEG，识别出了十种细胞类型，共划分为14个不同细胞簇：视网膜祖细胞（RPC）、RGC、双极细胞（BC）、无长突细胞（AC）、水平细胞（HC）和光感受器细胞（PR，包括四个亚群），以及一些非视网膜神经细胞，如穆勒细胞（MC，包括两个亚群：MC1和MC2）、视网膜色素上皮细胞（RPE）、血管内皮细胞（VEC）和晶状体上皮细胞（Lens）（见图4b；见图S5，支持信息）。PR细胞是专门的光感受神经元，具有外段、内段、核部分和突触。外段有一个感官纤毛，携带对光敏感的G蛋白偶联受体（光敏蛋白，OPNs）。PR细胞分为杆状细胞和锥状细胞。与哺乳动物视网膜相比，斑马鱼的锥状细胞数量远多于杆状细胞，幼鱼中约占92%，成年鱼中约占60%。在我们的研究中，PR细胞被划分为四个亚群，包括PR（Rod）、PR（UV）、PR（GB）和PR（R）。![]()
图4 单细胞水平上的ScRNA-seq分析显示，暴露于InP/ZnS量子点的斑马鱼视网膜退行性损伤值得注意的是，主要视网膜细胞的数量，包括BC、PR（UV）、HC和RPE，在暴露后分别从1962、1748、218和152减少至1221、1338、83和103。PR（GB）和PR（R）的数量则从276和296增加到887和570（见图4c,d）。随后，我们使SoFa Tg斑马鱼胚胎暴露于InP/ZnS量子点，观察侧面视网膜并测量不同视网膜层的厚度。与数量变化一致，各视网膜层的厚度显著减小（见图4e,f）。除了主要类型的视网膜神经元，血管内皮细胞（VEC）的数量从79增加至159（见图4c,d）。为确认这一发现，我们采用了两种斑马鱼品系Tg (is5:mCherry)和Tg (fli1: EGFP)，这两种均标记VEC，调查详细的血管病理。结果如图4g,h所示，与对照组相比，暴露于InP/ZnS量子点的斑马鱼眼睛出现了血管增生（见图S6，支持信息）。异常血管生成是许多视力丧失疾病的特征之一。血管增生发生在许多视网膜退化疾病中，如视网膜色素变性（RP）、糖尿病性视网膜病（DRP）、缺血性视网膜病和黄斑病变。这些结果进一步证明，胚胎暴露于InP/ZnS量子点通过不同的视网膜细胞损伤诱导了斑马鱼的视网膜退化。InP/ZnS量子点暴露改变了斑马鱼不同类型光感受器细胞的数量和功能在斑马鱼视网膜的发展过程中，视网膜祖细胞（RPC）在12 hpf时开始发育，然后在36 hpf分化为视网膜神经节细胞（RGC），在48 hpf分化为其他视网膜细胞，包括无长突细胞（AC）、双极细胞（BC）、水平细胞（HC）和穆勒细胞（MC），在60 hpf分化为光感受器（PR），所有类型的视网膜细胞在72 hpf时完全分化。为了研究InP/ZnS量子点暴露是否通过影响视网膜细胞的分化导致视网膜退化，我们使用UMAP降维法，采用Monocle默认参数跟踪视网膜细胞的发育轨迹。如图5a所示，视网膜细胞的分化未受InP/ZnS量子点暴露的影响，这与图S2中的发育阶段分析一致（支持信息）。![]()
图5 暴露于InP/ZnS量子点后，斑马鱼PR细胞的数量和功能变化如前所述，我们从scRNA-seq分析中定义了四种类型的PR细胞[PR（Rod）、PR（UV）、PR（GB）和PR（R）]。PR（Rod）和PR（UV）细胞的数量在InP/ZnS量子点暴露后显著减少，而PR（GB）和PR（R）的数量则增加。Ridgeplot分析显示了PR（Rod）、PR（UV）、PR（GB）和PR（R）的标记基因的表达水平，包括rho、opn1sw1、opn1mw1和opn1lw2。这些标记基因的峰值确认了PR细胞数量的变化（见图S7a-d，支持信息）。接下来，我们进行了免疫荧光实验以验证PR细胞数量的变化。一致地，RHO（PR（Rod）的标记）和OPN1SW1（PR（UV）的标记）阳性细胞在InP/ZnS量子点处理组中显著减少，而OPN1MW1（PR（GB）的标记）和OPN1LW2（PR（R）的标记）阳性细胞则增加（见图5b,c；图S7e,f，支持信息）。众所周知，PR细胞负责在光转导过程中将光信号转化为电信号。[48] 由于幼鱼在72 hpf时缺乏游动能力，我们在168 hpf时用紫色、蓝色、绿色和红色光刺激幼鱼，以调查不同PR细胞的生理功能。与不同类型锥状细胞数量的变化一致，蓝色、绿色和红色光显著加速了斑马鱼的游动，且这种效应呈浓度依赖性（见图S7i-m，支持信息）。这些结果表明，InP/ZnS量子点暴露提高了PR锥状细胞对中波和长波光的视觉敏感性。此外，我们选择对照组、0.1和1 mg L−1组的斑马鱼进行视动反应（OKR）测试，发现1 mg L−1 InP/ZnS量子点使幼鱼对黑白条纹（见图5f）、蓝白条纹（见图5g）、绿白条纹（见图5h）和红白条纹（见图5i）更加敏感。相反，暴露于轮胎磨损颗粒则降低了PR细胞的增殖，导致斑马鱼的光转导和视动反应（OKR）受到干扰。综合来看，这些发现进一步证明了胚胎暴露于InP/ZnS量子点改变了斑马鱼PR细胞的比例以及对不同波长光的视觉反应。InP/ZnS量子点暴露对斑马鱼PR细胞的生物机制我们使用KEGG和基因集富集分析（GESA）分析DEGs的富集通路，以研究分子机制。如图6a,b所示，InP/ZnS量子点暴露上调了剪接体通路，但下调了PR（UV）细胞中的氧化磷酸化通路。剪接体通路的上调会导致RNA剪接和成熟的失调。RNA速度已经发展为表征剪接和未剪接mRNA动态的方法，以描述每个基因在特定时间点的表达变化率。随后，我们对PR细胞进行了RNA速度分析，发现大量短波锥状细胞[PR（UV）]分化为中波和长波细胞[PR（GB）和PR（R）]（见图6e）。![]()
图6 InP/ZnS量子点胚胎暴露促进斑马鱼PR(UV)向PR(RGB)的转化中波和长波锥状细胞[PR（GB）和PR（R）]在细胞数量和RNA速度方面表现出类似的变化，因此它们被结合为PR（RGB）进行进一步分析。KEGG和GESA结果显示，内质网（ER）中的蛋白质处理通路显著上调，表明蛋白质合成和处理的增加，这与PR（RGB）数量的增加相匹配（见图6c,d）。此外，采用荧光三重染色实验（TSA）分别标记PR（UV）、PR（R）和PR（GB）。结果显示，在InP/ZnS量子点处理组中，部分PR（UV）细胞与PR（R）或PR（GB）共同定位，而在对照组中则没有，表明InP/ZnS量子点暴露促进了斑马鱼PR（UV）向PR（RGB）的分化（见图6f）。PR细胞的分化失调和功能障碍被认为是InP/ZnS量子点导致斑马鱼视网膜退化的原因。InP/ZnS量子点诱导的斑马鱼视网膜退化可能通过剪接体的破坏介导，导致色素上皮（RPE）中的铁死亡和线粒体自噬的激活RPE层位于视网膜神经元和脉络膜之间，形成视网膜的最外层。RPE细胞的顶端微绒毛包裹着受损的光感受器外段（OS），并将远端盘与其余堆叠分开。这些脱落的盘在RPE内被吞噬和降解（如图7a所示）。通过透射电子显微镜（TEM）观察到，在对照组中RPE包裹了受损的OS盘，而在InP/ZnS量子点组中则没有，这表明受损的OS盘在暴露后未能及时被吞噬（图7b）。一致地，使用scRNA-seq分析发现，RPE的数量从152减少到103（图4d）。这些结果合理地解释了RPE数量的减少导致了OS长度的增加，这可能调节了斑马鱼在暴露于InP/ZnS量子点后PR（UV）向PR（RGB）的分化。![]()
图7 InP/ZnS量子点被视网膜色素上皮细胞内吞后，由于剪接体抑制导致线粒体自噬和铁死亡，从而引起视网膜退行性损伤接着，我们对RPE进行了KEGG分析。如图7c所示，许多通路得到了富集，如内吞作用、剪接体、谷胱甘肽代谢以及多种细胞死亡类型，包括线粒体自噬和铁死亡。随后我们进行了质谱成像（MSI），确认InP/ZnS量子点主要被RPE内吞（图7d,e）。已有研究报道上皮细胞能够吞噬外源物质，这与免疫细胞相似。因此，我们推测InP/ZnS量子点被RPE细胞内吞可能是斑马鱼视网膜中InP/ZnS量子点的主要暴露途径。目前尚不清楚InP/ZnS量子点如何减少RPE细胞数量。我们首先关注了RPE中的剪接体通路（图7c）。结果显示，某些剪接因子的基因表达水平，如prpf8和srsf5a，在InP/ZnS量子点暴露后均有所下降，使用Rstudio和qPCR均得到了验证（图7f,g），这表明InP/ZnS量子点破坏了RPE中的剪接体。铁死亡、谷胱甘肽代谢和线粒体自噬通路也得到了富集（图7c）。通过RNA速度和qPCR，我们发现InP/ZnS量子点处理组中抗铁死亡基因gpx4b的未剪接水平和铁死亡标记基因fth1a的未剪接水平均有所增加（图7h-k）。gpx4b的剪接水平降低（图7h,j），而fth1a的剪接水平则增加（图7i,k），这表明InP/ZnS量子点暴露可能通过剪接体调节导致RPE细胞中的铁死亡。然而，线粒体自噬相关基因的未剪接水平并未发生变化（图S8a,b，支持信息）。斑马鱼的RPE细胞含有高浓度的黑色素颗粒，导致线粒体等结构难以观察。因此，研究者对人类视网膜色素上皮细胞（hRPE）进行了InP/ZnS量子点暴露的结构观察。TEM结果显示，InP/ZnS量子点被hRPE细胞内吞，导致线粒体膜密度浓缩和线粒体的溶酶体吞噬，分别指示了铁死亡和线粒体自噬（图7m；图S9a，支持信息）。与斑马鱼体内实验一致，InP/ZnS量子点处理降低了hRPE细胞中PRPF8蛋白的表达（图7l，图S9b，支持信息）。JC1和BODYPI C11染色进一步验证了hRPE细胞中的线粒体自噬和铁死亡（图7n,o）。这些结果表明，InP/ZnS量子点被RPE细胞内吞，导致通过破坏剪接因子引发线粒体自噬和铁死亡。InP/ZnS量子点抑制prpf8，随后下调gpx4b剪接和谷胱甘肽，导致RPE中的铁死亡和线粒体自噬如前所述，InP/ZnS量子点通过触发铁死亡和线粒体自噬诱导了视网膜退化。然而，铁死亡抑制剂Fer-1或线粒体自噬抑制剂Brefeldin A (BFA)均可部分缓解InP/ZnS量子点引起的视网膜退化（图S10，支持信息）。因此，我们将注意力转向了上游的剪接体和谷胱甘肽代谢通路。如前所述，我们发现InP/ZnS量子点抑制了RPE中的剪接体通路。其中，prpf8的表达下降了近10倍（图7f）。作为小核核糖核蛋白复合体（snRNP）的核心组分，前mRNA加工因子8（PRPF8）蛋白有助于剪接体的激活。人类和小鼠中PRPF8的突变已被报道与视网膜退化相关，原因是抑制了RNA剪接。因此，我们首先使用CRISPR/Cas9技术在斑马鱼的单细胞阶段突变prpf8。如图8a和S11a所示，prpf8的突变在72 hpf时缩短了眼睛大小。在SoFa Tg斑马鱼中，prpf8突变也减少了视网膜中PR、HC、BC、AC和RGC层的厚度（图S11e,f，支持信息）。然后，我们分离了斑马鱼的视网膜，以测量PR锥细胞标记基因的相对表达水平。prpf8的突变提高了opn1mw1和opn1lw2的表达（图S11c,d，支持信息），并降低了opn1sw1的表达（图S11b，支持信息），这与InP/ZnS量子点暴露后的表型相符。这些结果表明，InP/ZnS量子点可能通过抑制prpf8的表达导致斑马鱼视网膜的退化。![]()
图8 通过抑制prpf8相关的剪接体并破坏谷胱甘肽代谢，InP/ZnS量子点在斑马鱼中诱导视网膜退化的机制为了进一步验证prpf8在InP/ZnS量子点诱导的斑马鱼视网膜退化中的作用，我们扩增了prpf8基因，并将其克隆到pCS2质粒中形成过表达质粒（pCS2-prpf8），然后在单细胞阶段注入胚胎，结果显示过表达prpf8部分恢复了InP/ZnS量子点引起的视网膜退化（图8b；图S11g–k，支持信息）。这些结果表明，InP/ZnS量子点可能通过抑制prpf8的表达导致斑马鱼视网膜的退化。相同的方法被用于突变和过表达gpx4b。我们发现，gpx4b突变同样诱导了与InP/ZnS量子点处理相似的视网膜退化（图8c；图S12a，支持信息）。值得注意的是，gpx4b的过表达完全拯救了InP/ZnS量子点诱导的视网膜退化（图8d，图S12c，支持信息）。此外，我们发现补充谷胱甘肽（GSH）也完全恢复了InP/ZnS量子点引起的视网膜退化（图8e，图S12d,e，支持信息）。此外，我们发现GSH补充恢复了视网膜中脂质过氧化物产物丙二醛（MDA）的升高（图S12f，支持信息），并恢复了InP/ZnS量子点引起的RPE细胞中gpx4b表达水平的下调（图S12g，支持信息）。以往研究表明，谷胱甘肽代谢在铁死亡[62]和线粒体自噬中发挥着关键作用。异常的谷胱甘肽代谢是否会诱导线粒体自噬和铁死亡？我们通过共同暴露InP/ZnS量子点和GSH于hRPE细胞验证了这一假设。线粒体探针（Mito-Tracker）与自噬体蛋白（LC3 I/II）的共定位表明，GSH拯救了InP/ZnS量子点引起的线粒体自噬（图8f；图S13a，支持信息）。TEM和蛋白水平进一步确认了这些发现（图8g,h；图S13b–e，支持信息）。此外，MDA的减少支持了GSH拯救了InP/ZnS量子点诱导的铁死亡（图S13h，支持信息）。这些结果表明，InP/ZnS量子点通过下调gpx4b、抑制谷胱甘肽代谢，从而诱导铁死亡和线粒体自噬，最终导致视网膜退化。prpf8的下调是引发谷胱甘肽代谢功能障碍，还是谷胱甘肽代谢的抑制导致prpf8的下调？我们发现，prpf8突变增加了未剪接gpx4b的表达水平，降低了剪接gpx4b（图S11l,m，支持信息）。无论是gpx4b突变还是GSH补充均未改变prpf8的表达水平。这些结果表明，prpf8调节了gpx4b的剪接（图S12b,h；图S13f,g，支持信息）。鉴于这四种量子点（QDs）在发光二极管（LEDs）、光伏、显示屏和生物医学领域的广泛应用，本研究选择了它们以探究其潜在的视觉发育毒性。它们在制造过程、产品和废弃物中的普遍使用引发了对其生物安全性及可能对环境健康造成的影响的重大担忧。我们观察到，金属量子点，如InP/ZnS QDs和Mn:ZnS QDs，对眼部发育有显著影响，导致眼睛变小、视网膜变薄以及视觉反应异常。然而，BP QDs作为一种非金属量子点，对斑马鱼的发育没有影响。先前的研究也表明，非金属量子点的生物安全性高于含金属量子点。这些结果提示，非金属量子点的开发有利于人类健康和生态环境保护。视网膜变性以程序性细胞死亡、视网膜渐进性损伤和视网膜层变薄为特征。视网膜变性损伤可由血管阻塞和光过度刺激引起。本研究中，我们检测了斑马鱼在72小时受精后（hpf）、168 hpf甚至21天受精后（dpf）的视网膜层厚度，发现InP/ZnS QDs暴露会减少视网膜层并导致视网膜渐进性损伤。与本研究结果一致的是，二氧化钛纳米颗粒暴露也会减少小鼠视网膜内丛状层（INL）的厚度。英国生物银行（UK Biobank）的数据显示，空气中超细颗粒物浓度越高，视网膜厚度越薄。此外，视网膜退行性疾病通常伴有视网膜血管增生。最近的一项流行病学研究表明，来自ENVIRONAGE出生队列的4-6岁儿童尿液中的内分泌干扰物甲基对苯二酸与视网膜静脉血管增宽有关。在本研究中，我们使用两种血管内皮细胞转基因斑马鱼观察到，与对照组相比，InP/ZnS QDs暴露组的视网膜丛状血管显著增加。所有这些发现均表明，生命早期暴露于InP/ZnS QDs可能导致斑马鱼视网膜变性损伤。视网膜色素上皮（RPE）在视网膜中发挥着多种至关重要的作用，如接收光子、支持感光细胞（PR细胞）、维持血视网膜屏障、运输营养物质和生物分子，以及吞噬由光或某些环境污染物损伤产生的感光细胞外节（PR OS）盘碎片。例如，在150 µg mL−1浓度下，二氧化硅（SiO2）纳米颗粒暴露可诱导人视网膜色素上皮细胞系（ARPE-19）发生氧化应激和凋亡。硫化锌（ZnS）纳米颗粒暴露可导致原代小鼠视网膜色素上皮细胞凋亡。本研究中，我们发现InP/ZnS QDs暴露会减少视网膜色素上皮细胞的数量。此外，受损的感光细胞外节盘无法被包裹。由于纳米颗粒的超细尺寸，它们可通过内吞作用被视网膜色素上皮细胞内化。本研究中，通过电感耦合等离子体质谱（ICP-MS）和质谱成像（MSI）观察到InP/ZnS QDs被视网膜色素上皮细胞内吞。与本研究结果一致的是，先前的一项研究表明，硫化银（Ag2S）QDs可通过内吞作用被肝细胞系摄取。我们推测，InP/ZnS QDs可轻易被斑马鱼的视网膜色素上皮细胞内吞并导致其死亡。此外，视网膜色素上皮的损伤导致感光细胞外节延长，这可能进而促进了斑马鱼中紫外线感光细胞（PR(UV)）向红绿蓝三色感光细胞（PR(RGB)）的分化。在真核细胞中，基因通常被内含子打断。内含子应从信使RNA前体（pre-mRNA）中切除，而外显子则由剪接体拼接在一起以产生成熟的mRNA。有多篇报道指出，与视网膜变性相关的pre-mRNA加工因子（如PRPF3、4和31）存在突变。例如，Li等人报道，prpf31基因敲除会导致斑马鱼眼睛变小并引起视网膜退化。本研究中，我们发现InP/ZnS QDs暴露还会导致斑马鱼视网膜色素上皮细胞中prpf8表达降低。prpf8突变表现出与InP/ZnS QDs暴露相似的视网膜毒性。此外，prpf8过表达可减轻InP/ZnS QDs引起的视网膜退行性损伤。与本研究结果一致的是，人类PRPF8突变也会导致视网膜变性患者视网膜色素上皮细胞中出现大量剪接错误。但先前的研究并未解释prpf8如何诱导视网膜变性。在本研究中，我们通过单细胞RNA测序（scRNA-seq）及后续验证发现，prpf8表达降低会抑制fth1a的剪接，进而诱导铁死亡。此外，prpf8表达下调还抑制了gpx4b的剪接，导致谷胱甘肽代谢减少，并引起视网膜色素上皮细胞的铁死亡和线粒体自噬（图8i）。随后，InP/ZnS QDs暴露导致视网膜色素上皮细胞数量减少和功能受损，进而引起感光细胞外节延长和中长波视锥细胞[PR(RGB)]增加。综上所述，这些结果表明，InP/ZnS QDs引起的视网膜退行性损伤在斑马鱼中可能由视网膜色素上皮功能障碍和感光细胞异常分化共同调控。量子点（QDs）在许多领域，包括眼科领域，都展现出了巨大的潜力。然而，关于量子点对眼部组织和细胞影响的研究报告却十分有限。本研究通过多种方法，包括单细胞RNA测序（scRNA-seq）、共聚焦成像、光学相干断层成像（OCT）、透射电子显微镜（TEM）、质谱成像（MSI）、基因突变和基因过表达等，发现InP/ZnS QDs在被视网膜色素上皮（RPE）细胞内吞后，会破坏与prpf8相关的剪接体并干扰mRNA的剪接，进而可能导致未剪接mRNA的积累，其中包括但不限于gpx4b。剪接后的gpx4b表达降低会减少谷胱甘肽代谢，从而导致线粒体自噬并加剧RPE细胞的铁死亡。此外，prpf8过表达可减轻InP/ZnS QDs引起的视网膜退行性损伤。过表达gpx4b或补充谷胱甘肽（GSH）可以完全拯救InP/ZnS QDs诱导的视网膜退行性损伤。剪接体的破坏可能最终导致视网膜色素上皮细胞发生铁死亡和线粒体自噬，随后引起感光细胞外节延长，并促进短波视锥细胞[PR(UV)]向中长波视锥细胞[PR(RGB)]分化。我们的研究表明，典型的金属量子点可能对眼部发育存在潜在的健康风险，这提醒我们在工业和生物医学领域应用量子点时需更加谨慎。本研究为金属量子点对眼部发育的影响及机制提供了宝贵的知识，这将为未来量子点的安全使用提供指导。量子点的形状和尺寸
InP/ZnS PEG-COOH量子点（WA-26152-10P）、CdSe/ZnS PEG-COOH量子点（WA21258）和锰掺杂的硫化锌（Mn:ZnS）量子点（WA-41158-2A）均购自中国上海的星子纳米公司。BP量子点则根据我们之前的方法制备。首先，将10微升的量子点溶液滴加到铜网上，并自然干燥过夜。然后，使用透射电子显微镜（TEM，日本东京日立公司）检查其形状和尺寸。使用马尔文泽塔斯仪器（Malvern Instruments Ltd，英国）测定其ζ电位和水动力尺寸。将10微升浓度为1mg mL-1的量子点溶液滴加到经绝对乙醇处理的硅片上，用于拉曼光谱分析（日本Nanophoton公司）。选择波长为437纳米的固态激光器（Cobolt）作为激发源。为防止损坏，将激光光斑聚焦至约1微米，并将激光功率保持在样品上约为0.1毫瓦。Horiba T64000光谱仪配备了1800gr mm−1的光栅和氮冷却的电荷耦合器件。在环境条件下，以背散射几何方式记录拉曼光谱。每个样品在多个位置采集光谱，以确保数据的代表性。对于同一样品，不同采集位置的光谱和降解情况未发生变化。使用氖线对光谱进行校准。遵循厦门大学动物伦理委员会的指导及常规操作程序，将野生型TU斑马鱼、转基因斑马鱼Tg(Atoh7:gapRFP::Ptf1a:GFP::Crx:CFPcaax)、Tg(fli1:EGFP)和Tg(is5’:mCherry)置于14小时光照/10小时黑暗的光周期条件下进行培养。斑马鱼培养介质中的温度维持在28 ± 1°C，pH值保持在7.0–7.4范围内，溶解氧浓度为7–8mg L−1。在六孔板中，分别向5毫升斑马鱼培养介质中加入0、0.001、0.01、0.1和1mg L−1的量子点溶液，每孔含30个胚胎。每12小时更换一次暴露介质。计算存活率（存活胚胎数/30 × 100%）、孵化率（孵化幼鱼数/存活胚胎数 × 100%）和畸形率（畸形幼鱼数/存活胚胎数 × 100%）。使用徕卡M165 FC体视显微镜（德国法兰克福）对眼睛进行成像和测量。将斑马鱼用0.016%的3-氨基苯甲酸乙酯甲磺酸盐（MS-222，98%，Sigma-Aldrich，美国）麻醉5分钟，然后使用光学相干断层成像（OCT，Optoprobe OPIMG）观察视网膜。对于RNA测序实验，从每组20条斑马鱼幼鱼中收集视网膜，使用TRIzol试剂（Takara，中国），每组设置三个生物学重复。使用Illumina测序（Novogene，中国）进行RNA测序。使用STAR默认设置将原始读取数据映射到斑马鱼基因组（Zv10）。通过log2（倍数变化）<-0.5或>0.5以及p值≤0.05来确定两组之间的差异表达基因（DEGs）。使用ClusterProfiler R包进行KEGG分析。实时定量聚合酶链反应（Real-Time Quantitative PCR）在斑马鱼受精后72小时（72 hpf），分离并收集20条斑马鱼的眼睛，置于200微升的TRIzol试剂（Takara，日本东京）中。然后，使用SuperMix Kit（TransGen，中国北京）合成第一链cDNA。在Mx3000P实时PCR系统（Agilent Technologies，美国圣克拉拉）上进行qPCR分析。反应体系和程序基于我们之前的研究。使用2-△△Ct方法计算表达水平，以β-肌动蛋白（β-actin）为参照基因。所用引物列于表S2（支持信息）中。单细胞RNA测序（scRNA-Seq）的视网膜样本制备根据之前的报道，从受精后72小时（72 hpf）的斑马鱼中分离出视网膜，并将其置于DMEM/F12细胞培养基中。每组包含来自12条幼鱼的24个视网膜。将4毫升木瓜蛋白酶（Worthington）、8微升L-半胱氨酸（12mg mL−1，Sigma-Aldrich）和4微升DNase（1%；Sigma-Aldrich）加入184微升DMEM/F12（Invitrogen）中，以制备细胞溶解液。使用500微升1mol L−1的HEPES（Sigma-Aldrich）、650微升45%的葡萄糖（Invitrogen）、5毫升胎牛血清（Gibco）和93.85毫升PBS配制100毫升洗涤缓冲液，并储存在4°C。然后，将视网膜放入37°C的细胞溶解液中15分钟，并每3分钟轻轻上下吹打混匀。接下来，加入800微升洗涤缓冲液以终止消化。将经过40微升细胞筛（BD Falcon）过滤后的单细胞悬液以500g的离心力离心5分钟。最后，将沉淀物用溶于磷酸盐缓冲液（PBS）的0.04%牛血清白蛋白（BSA）重新悬浮。根据制造商的协议，将约14,000个细胞加载到Chromium单细胞芯片（10x Genomics）上。进行台盼蓝染色以确认活细胞比例超过93%。通过CellRanger文件（华大）生成单细胞原始计数矩阵，并参考斑马鱼基因组（Zv10）。在对照组和InP/ZnS量子点（QDs）组中，每个细胞的读取数分别为27,373和28,540。估计的细胞数量在对照组和InP/ZnS QDs组中分别为14,319和13,909。将原始计数矩阵导入R（4.1.1）中。使用Seurat 4.0包（https://satijalab.org/seurat/）分析单细胞数据矩阵。过滤掉包含少于200个基因（特征）或基因在少于3个细胞中检测到的液滴中的细胞。然后，创建Seurat对象。过滤掉异常高表达基因（特征）的细胞、线粒体比例超过10%的细胞或双细胞。然后，使用默认大小为10,000的因子对过滤后的数据进行对数归一化。最终，对照组和InP/ZnS QDs组分别有7350和7133个细胞用于后续分析。使用主成分分析（PCA）进行降维处理。为了对细胞进行聚类，我们使用了显著的主成分（PCs），并将分辨率设置为0.5。使用相同的主成分，通过Uniform Manifold Approximation and Projection（UMAP）对聚类结果进行可视化。接下来，使用Seurat中的FindAllMarkers函数识别了每个聚类的特异性标记基因（即每个聚类中显著差异表达的基因，logfc.threshold设置为0.6，min.pct设置为0.4）。使用Monocle2 R包进行了伪时间分析。通过设定logfc.threshold为0.25和min.pct为0.05，确定了两组间的差异表达基因（DEGs）。使用“clusterProfiler”R包进行了KEGG通路分析。为了对剪切和未剪切mRNA的读取进行注释，我们使用了velocyto.R命令行工具。首先，使用CellRanger软件的BAM文件启动注释过程。利用CellRanger的预构建包来计算分子数量，并将它们分为“剪切”、“未剪切”或“不明确”三类。RNA速度的计算方法如先前报道所述。最后，使用Seurat将计算得到的RNA速度进行映射。根据先前的报道，我们进行了OKR（视动性眼震，Optokinetic Response）测试。为了探究InP/ZnS量子点（QDs）对斑马鱼视觉感知的影响，我们将斑马鱼暴露于0.1和1 mol L−1的QDs中至72小时受精后（hpf），然后继续在不添加InP/ZnS QDs的条件下饲养幼鱼至168 hpf。分别用黑白条纹、蓝白条纹、绿白条纹和红白条纹刺激幼鱼。同时，使用CCD相机记录斑马鱼的眼睛位置。视频由ZebEyeTrack软件进行分析。使用眼动速度与刺激速度的比值作为增益值，以评估OKR的程度。每项测试均有六个生物学重复。根据TranscriptAid T7高产转录试剂盒（Thermo Scientific，美国）的制造商协议，合成了针对prpf8和gpx4b的引导RNA（gRNA）。然后，将gRNA和Cas9蛋白共同注射到处于一细胞期的斑马鱼胚胎中。对于过表达拯救实验，分别从斑马鱼cDNA中扩增出prpf8和gpx4b的开放阅读框（ORF），并将其克隆到pCS2-CMV-EGFP质粒中。然后，将过表达质粒和空质粒分别以50 ng/µL的浓度注射到一细胞期的斑马鱼胚胎中。之后，将胚胎暴露于1 mg/L的InP/ZnS量子点（QDs）中。在72小时受精后（hpf），对幼鱼进行成像并收集。最后，分离视网膜进行qPCR分析。prpf8 gRNA和gpx4b gRNA的序列分别列于表S3和S5（补充信息）中。用于prpf8和gpx4b过表达的克隆引物分别列于表S4和S6（补充信息）中。如先前报道所述，斑马鱼在168小时受精后（hpf）获得游泳能力。将168 hpf的幼鱼分入24孔板中，每孔一只。对于单色光刺激实验，分别使用红色、绿色、蓝色和紫色光记录游泳行为，记录软件为Noldus软件（荷兰瓦赫宁根）。转基因斑马鱼Tg (Atoh7:gapRFP::Ptf1a:GFP::Crx:CFPcaax)由何洁博士（中国科学院脑科学与智能技术卓越创新中心）慷慨赠送。转基因斑马鱼Tg (is5’: mCherry)购自中国武汉国家斑马鱼资源中心。将72或168小时受精后（hpf）的幼鱼如上文所述在低熔点琼脂糖中麻醉，然后使用共聚焦显微镜（LSM 900+Airyscans，蔡司，德国）或光片显微镜（Lightsheet 7，蔡司，德国）进行成像。免疫荧光染色按照先前报道的方法进行。将5微米的斑马鱼视网膜切片与抗OPN1MW1（Abclonal，中国）、抗OPN1LW2（Abclonal，中国）、抗OPN1SW1（Abclonal，中国）和抗RHO（Abcepta，中国）溶液（1:100）以及抗乙酰化α-微管蛋白（Abcam，ab24610）分别在4°C下孵育过夜。然后，用PBS洗涤切片三次，每次5分钟。之后，将切片在37°C下与相应的二抗Alexa Fluor 647（1:400，Affinity，中国）孵育1小时，然后用PBS洗涤三次。对于酪酰胺信号放大（TSA）染色（货号：RK05880，ABclonal），在二抗孵育后应用不同的TSA染料染色15分钟。然后，用4',6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI）染色细胞核3分钟。图像由共聚焦显微镜（LSM 900+Airyscans，蔡司，德国）拍摄。将石蜡切片切成7微米的薄片，在60°C下干燥1小时，然后进行复水。然后，用铟（In，质量数115）和铱（Ir，质量数191）等金属进行染色，并使用Hyperion质谱仪（Fluidigm，加拿大）进行成像。铱-191用于染色DNA，以显示细胞核。使用含有10%胎牛血清（FBS）的（DMEM）/F12培养基（Gibco，美国纽约）在37°C、5% CO2的细胞培养箱中培养人视网膜色素上皮（hRPE）细胞系。将细胞以每孔1×104个细胞的密度接种于96孔板中，过夜培养。然后，将细胞分别暴露于0、5、10、20、40 mg/L的InP/ZnS量子点（QDs）中24小时。之后，进行MTT实验以计算细胞活性（n=6）。使用微孔板读数仪（Tecan Spark，瑞士）在490 nm处测量吸光度值。将hRPE细胞以每孔约1×106个细胞的密度接种于六孔板中，过夜培养。然后，将hRPE细胞暴露于20 mg/L的InP/ZnS量子点（QDs）中，同时设置一组加入5 mm GSH作为拯救组，另一组不加入GSH作为对照组，暴露时间为24小时。斑马鱼视网膜和hRPE细胞的透射电子显微镜（TEM）观察如先前报道所述，将72或168小时受精后（hpf）的斑马鱼幼鱼和hRPE细胞在4°C下固定过夜。然后，用PBS洗涤幼鱼三次。将样品切片后，使用FEI Tecnai透射电子显微镜（美国俄勒冈州希尔斯伯勒）进行成像。使用JC-1（碧云天，中国）检测hRPE细胞的线粒体膜电位。根据制造商的说明，将hRPE细胞在37°C下染色20分钟。使用倒置荧光显微镜（尼康，日本）捕捉图像。使用荧光探针C11 BODIPY 581/591（Glpbio，美国）染色细胞脂质过氧化。将细胞与探针在37°C下孵育30分钟。之后，绿色标记氧化的细胞膜，而红色标记正常细胞膜。使用倒置荧光显微镜（尼康，日本）捕捉图像。在处理后，使用十二烷基硫酸钠（SDS）上样缓冲液裂解六孔板中的hRPE细胞。然后，使用SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳凝胶加载裂解物。之后，使用聚偏二氟乙烯膜转移蛋白质。用脱脂牛奶封闭蛋白质。接着，使用以下一抗孵育蛋白质：抗GAPDH（ABclonal，AC033）、抗LC3A/B（Cell Signaling Technology，4108S）、抗PINK1（ABclonal，A24745）、抗GPX4（碧云天，AF7020）和抗PRPF8（ABclonal，A4575）。进一步地，一抗与IgG-碱性磷酸酶偶联的二抗（Millipore，美国）结合。最后，使用增强的化学发光底物（Pierce，美国Rockford）显影印迹，并使用化学发光成像设备（Bio-Rad，美国）捕获图像。使用ImageJ软件（Bio-Rad，美国）量化条带的强度。数据以平均值±标准误（SE）的形式呈现。采用单因素方差分析（ANOVA），随后进行Duncan检验，以评估统计显著性。使用不同字母表示平均值在p<0.05水平上存在显著差异。原文地址：https://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/advs.202406343
注：因文章篇幅有限，所有相关引用文献，以及补充素材可以点击至原文查阅。
苏州木芮生物科技有限公司（以下简称“木芮生物”）成立于2018年1月22日，是一家致力于以斑马鱼为模式生物提供生物医学基础科研服务、斑马鱼实验操作试剂盒、斑马鱼临床疾病模型、其他生物学实验试剂以及进行斑马鱼应用技术转化的高科技公司。木芮生物以斑马鱼为模式生物，建立起了上百种的临床疾病模型，深入探索相关疾病发生的深层次疾病机制， 进而为临床治疗疾病提供可行的治疗方案或者药物筛选机制。到目前为止，木芮生物已经建立起包括遗传、行为、 细胞、 生化分子等斑马鱼相关成熟的技术，并且依托这些技术成功将斑马鱼应用到基础科研、毒理测试、癌症药物筛选、 中药药效成分筛选、保健品开发和功效评价。木芮生物经过六年的快速发展，公司现已有核心创业团队成员20余人，其中博士研究生1人，硕士研究生6人，本科生10余人。木芮生物成立后，陆续与江苏省产业研究院和苏州纳米应用技术研究所等科研单位建立起了科研合作，建立了“模式生物技术与应用研发中心”；公司于2020年被认定为“国家高新技术企业”，于 2021年底获得苏州工业园区“领军成长企业”称号。
![]()
![]()
