沈阳农业大学李斌教授FH重要成果:轻度预热诱导大豆分离蛋白的构象变化有助于与蓝莓花青素的结合相互作用,以稳定大豆分离蛋白

学术   2024-11-12 08:19   湖北  
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Introduction


花色素苷(ANs)是一类典型的类黄酮,具有多种生物活性化合物,具有清除体内有害自由基、调节血液胆固醇水平、减轻糖尿病、预防炎症和癌症等多种有利功能属性。ANs作为天然食用色素,越来越受到消费者和食品加工商的青睐。然而,它们在水溶液中的稳定性较差,因为它们容易受到许多环境条件的影响,例如pH值、温度和金属离子。因此,ANs作为食品添加剂的稳定性很低,特别是在加工和储存条件下,其应用受到严重限制。

ANs的稳定性可以通过色素沉着、结构修饰、微胶囊化等方法来提高。但这些方法存在微胶囊化过程复杂、乳化过程热凝胶温度高等缺点,可能影响其生物活性。此外,食品系统中的ANs可能与各种食品成分相互作用,包括蛋白质和多糖,这可能增强ANs的整体稳定性,改变蛋白质的结构和功能,并减轻沉淀。ANs和蛋白质可以通过非共价和共价相互作用产生复合物。食物中存在非共价相互作用,如氢键、范德华力和疏水相互作用。蚕卵蛋白通过疏水相互作用与花青素单体形成配合物,α-酪蛋白通过范德华力或氢键与花青素形成配合物,β-酪蛋白通过疏水相互作用与花青素形成配合物,水稻蛋白和酪蛋白通过疏水相互作用和氢键与花青素形成配合物,增强蛋白质功能,提高花青素的稳定性和抗氧化能力。大豆分离蛋白是营养价值最高的植物蛋白,具有与动物蛋白相同的品质和适宜的发泡乳化特性。有研究者利用多光谱方法研究了不同比例下大豆分离蛋白(SPI)和黑米ANs共价偶联物的形成和结构特性。发现SPI的三级结构不致密,二级结构也发生了变化,α-螺旋和β-折叠含量减少。

然而,在食品加工过程中,特别是在高温加工过程中,花青素会迅速流失。为了进一步增强蛋白质与ANs的结合,保护ANs等酚类物质,避免ANs的损失,可以采用加热、高强度超声、高压技术等方法,可以采用高压技术。其中,预热因其方便、实用、经济等特点,使用最多。有研究表明,预热牛奶可以改变其蛋白质的二级和三级结构,从而影响其与其他分子结合的能力,促进乳清蛋白与ANs的结合。乳清蛋白浓缩物在80°C下预热60 min,可以通过疏水相互作用显著提高ANs的稳定性和抗氧化活性。由于SPI结构致密,附着力有限,因此预热后的SPI通常具有较好的聚集和变形性能。一些研究人员发现,在热变形温度下预热的SPI与黑米和山茱萸果实中的ANs相互作用,提高了花青素在中性pH下的热稳定性。采用多光谱法对其机理进行了分析。然而,温和预热SPI对蓝莓稳定性的影响、抗氧化活性的影响及其作用机制还有待进一步研究。

本研究采用SPI和预SPI与蓝莓ANs形成配合物,通过加速稳定性、贮存稳定性和体外模拟消化试验评估SPI对蓝莓ANs稳定性的影响。采用荧光光谱、紫外-可见吸收光谱、分子对接、分子动力学建模等计算技术等多种多光谱方法分析了蓝莓ANs中主要单体马尔维丁-3-O-半乳糖苷(M3G)与SPI的相互作用机理。该研究的结果提高了对具有多种生物活性成分的蛋白质-氨基甲酸酯复合物的理解,支持了氨基甲酸酯在食品部门的广泛应用,例如在乳制品和果汁中添加氨基甲酸酯。此外,这些结果为功能性大豆饮料的开发和使用提供了有价值的见解。




Results and Discussion 


SPI-ANs配合物的稳定性
光处理稳定性
将样品平放于25 °C的光室中,光照强度为5000 lux,持续7 d。从图1a中可以看出,ANs的保留率随曝光时间的增加而下降。相比之下,SPI样品表现出优于对照组的保留率。这些结果表明SPI成功地阻止了ANs的降解。SPI0-ANs、SPI35-ANs、SPI40-ANs、SPI45-ANs和SPI50-ANs组的ANs保留率均比对照组高25%~40%。SPI45组的ANs保留率比对照组高36.45%,显著高于其他各组,对ANs的保护效果最好。

1  经过光照(a)、抗坏血酸(b)、热(c)、储存(d)和体外模拟消化(e)处理后,有和没有SPI的蓝莓ANs保留率;在光照(f)、抗坏血酸(g)、热(h)和体外模拟消化(i)处理下,有和没有SPI的蓝莓ANsPSC

AA共存稳定性
抗坏血酸具有很强的氧化特性,可以破坏蓝莓中的多酚和ANs的稳定。如图1b所示,常温暗存7 d后,对照组的保留率降至(63.41±1.07)%。对照组添加1 mg/mL抗坏血酸后的保留率为(45.75±1.17)%。这表明抗坏血酸的存在导致了ANs的降解,可能是由于抗坏血酸产生的高氧化性H2O2。然而,添加SPI抑制了ANs的降解。测定SPI0-ANs、SPI35-ANs、SPI40-ANs、SPI45-ANs和SPI50-ANs组的ANs保留率。SPI-ANs复合物的保留率显著高于对照组,说明在抗坏血酸中,SPI对蓝莓ANs具有显著的保护作用(P<0.05)。

热处理稳定性
先前的研究表明,食品加工,特别是热加工,会导致ANs的大量损失,这阻碍了它们在加工食品中作为着色剂的使用。图1c显示,热处理后蓝莓ANs的保留率降至(49.65±1.30)%,说明热处理过程改变了蛋白质的空间结构,导致蓝莓ANs降解。与SPI结合的蓝莓ANs热处理后的保留率为59.61%~71.75%。这表明SPI和预SPI能有效抑制ANs在热处理过程中的降解。此外,ANs的热稳定性受到保护(P<0.05)。研究还考察了SPI35、SPI40、SPI45、SPI50对ANs热稳定性的影响,发现SPI45对ANs的保护作用最大,热处理后的保护率为(71.75±1.52)%(P<0.05)。

常温储存稳定性好
蓝莓ANs在储存过程中容易不稳定,其中C4羟基环在暴露于光和氧下容易降解。这导致它们最终转化为无色物质,导致变色和损失。图1d显示,随着时间的推移,ANs的损失率显著增加,SPI-ANs复合物从第一天起就对ANs的降解有缓解作用(P<0.05)。贮藏15 d后,SPI0、SPI35、SPI40、SPI45和SPI50的ANs保留率分别比空白组高2.37%、3.75%、5.84%、9.21%和2.23%。贮藏25 d后,对照组的保留率仅为(17.67±1.83)%。SPI0、SPI35、SPI40、SPI45和SPI50组的保留率分别比空白组高7.88%、8.35%、11.28%、13.56%和9.93%。SPI-ANs可以通过提供保护层和减少环境危害来提高ANs的加工和储存稳定性。综上所述,pre-SPI(尤其是SPI45)可以有效稳定食品加工过程中的ANs,SPI45对ANs的保护效果最好,延长了货架期。食品加工和保质期储存是饮料生产和销售的关键因素,因此ANs的不稳定性限制了其在商业饮料生产中的应用。SPI因其来源全面、价格低廉而广泛应用于酸性饮料中。因此,本研究为蓝莓在酸性饮料中的稳定添加提供了科学依据。

体外模拟消化过程中的稳定性
测定体外模拟消化试验中ANs的保留率,发现由于唾液期时间短,ANs在唾液中的保留率变化不大。在胃环境(pH 3)中,胃消化物含量的轻微减少被证明是稳定的。在小肠中,ANs的损失是严重的,可能是因为ANs可以在碱性条件下转化为醌,半丙酮,并且单独存在。因此,对ANs的保护应侧重于肠道的消化过程。SPI45组的保留率明显高于对照组,特别是在IG1阶段,保留率比对照组高14.84%(图1e),说明SPI在体外消化过程中对ANs具有显著的保护作用。

SPI-ANs复合物的抗氧化活性
PSC测试是评估SPI和ANs复合物清除氧自由基能力的可靠技术。在光、VC、热和体外消化过程中,PSC值的变化与ANs稳定性相同。如图1f和g所示,经过光照和热处理后,SPI-ANs复合物的PSC抗氧化值分别增加了1.11和0.792 mg VC/mg ANs。这表明,与单独使用ANs相比,这些处理降低了ANs的抗氧化活性。SPI45表现出良好的保护作用。图1所示的结果表明,VC处理的样品的抗氧化活性优于ANs处理的样品。这一结果可归因于VC本身显著的抗氧化活性。在图1i中,ANs和SPI-ANs的PSC抗氧化能力在唾液消化后下降。ANs的抗PSC能力在胃消化过程中略有恢复。但在肠道消化过程中,ANs的抗氧化能力因降解而显著下降,显示出SPI的保护作用。肠溶2 h后,SPI-ANs复合物的PSC值比ANs高0.2 mg VC/mg ANs,表明SPI显著增强了抗氧化活性。SPI有效地减轻了蓝莓ANs在工艺相关条件下抗氧化活性的损失。

M3G-SPI配合物的相互作用机理
荧光光谱分析
荧光光谱因其方便、灵敏度高而被广泛用于研究蛋白质-小分子相互作用。通过监测发射峰的变化,可以观察到小分子M3G诱导的极性微环境变化和蛋白质构象转化。图2a和b显示了加入M3G前后不同预热温度下SPI(SPI35-50)和SPI0的荧光光谱。光谱的λmax值在330~340 nm之间。SPI35、SPI40、SPI45和SPI50的最大发射波长分别在338~335、338~333、338~334和338~336 nm处出现了轻微的蓝移,说明经过预热处理后,蛋白质色氨酸发色团处于更疏水的环境中。

图2  SPI和pre-SPI的荧光光谱(a),M3G与SPI和pre-SPI的结合(b),SPI45与不同浓度M3G的结合(c);M3G与SPI和pre-SPI结合的Stern-Volmer图(d),SPI45在298、318和338 K时与M3G结合的Stern-Volmer图(e);M3G与SPI和pre-SPI结合的双对数回归图(f),SPI45与M3G在298、318和338 K(g)下结合的双对数回归图

SPI与M3G结合后荧光强度降低,可能是由于M3G对蛋白质的猝灭作用,表明M3G-SPI相互作用。M3G的加入会在SPI40和SPI45的最大发射波长产生较小的红移,分别在333~335和334~336 nm之间。这表明SPI中Trp和Tyr残基周围的微环境极性增加。这可能归因于蛋白质和多酚之间的相互作用。随着M3G浓度从0增加到50 μmol/L,SPI(10 μmol/L)的荧光信号强度显著降低(图2c)。这种减少表明M3G和SPI之间存在相互作用,这导致了M3G对SPI的荧光猝灭。此外,λmax从335 nm红移到337 nm,表明SPI中Tyr残基附近的周围微环境极性增加,疏水性降低。

荧光猝灭机理及结合常数
利用Stern-Volmer模型对荧光猝灭数据进行分析,探讨SPI与M3G的相互作用机制。图2d-g包含一个图形,直观地表示该曲线。该图的斜率对应于Stern-Volmer方程中的双分子猝灭速度常数Ksv。蛋白质荧光猝灭可分为静态猝灭和动态猝灭,根据温度特性来区分。分子相互作用触发静态猝灭,导致新复合物的产生。随着温度的升高,Ksv减小。分子之间的碰撞和扩散会导致动态淬火。Ksv值随着温度的升高而下降。猝灭速率常数(Kq)明显高于扩散碰撞的最终猝灭速率常数(2.0×1010 L/mol·s)。因此,SPI与M3G的猝灭机制是静态猝灭,与结合后形成荧光性质较弱的配合物有关。

在298、318和338 K的对数双回归曲线中,SPI和M3G之间存在强线性相关,如图2d-g所示。研究结果表明,M3G与SPI具有很强的结合亲和力,在45°C预热时,这种结合最深刻,与稳定性和抗氧化性结果一致。

M3G与SPI之间的能量传递
能量传递参数可以从荧光和紫外吸收光谱中得到。接收体M3G的紫外吸收光谱与供体SPI的荧光发射光谱有很大的重叠,如图3a所示。SPI与M3G之间存在非辐射能量传递过程,导致了淬灭现象。转移的能量最有可能从SPI到M3G。这一观察证实了M3G诱导SPI猝灭是通过非发光络合物形成的静态猝灭。

图3  SPI的荧光发射(黑色)与M3G的紫外-可见吸收(红色)的光谱重叠(a);M3G、SPI45和M3G-SPI45的FTIR光谱(b);与M3G结合的SPI45的CD谱(c)和不同二级结构的含量(d)

SPI与M3G结合构象的变化
蛋白质二级结构
FTIR和CD分析评价了pre-SPI-M3G的二级结构变化。蛋白质二级结构受蛋白质酰胺I带(1600~1700 cm1,主要涉及C=O拉伸)和酰胺II带(1500~1600 cm1,包括C-N拉伸和N-H弯曲)的影响。图3b显示M3G-SPI45复合物在酰胺I波段的吸光度下降,表明SPI的二级结构发生了修饰。该配合物的酰胺I基团也出现了轻微的蓝移,表明SPI和ANs的二级结构发生了额外的变化。M3G、SPI和M3G-SPI的酰胺I峰位于1650、1670和1680 cm1。将pre-SPI与M3G结合导致酰胺I和酰胺II带强度降低,表明蛋白质结构内α-螺旋水平降低。在加热的SPI中,酰胺I和酰胺II带的强度减弱可归因于M3G与SPI的C=O、C-N和N-H基团通过氢键和疏水引力相互作用。M3G-SPI配合物的光谱在3200~3500 cm1之间,对应于O-H键的拉伸振动。SPI的吸收峰在3406.29 cm1处。这种行为可以归因于未结合和结合的O-H或N-H基团与蛋白质的羰基形成氢键的能力。M3G与SPI的疏水空腔相互作用导致SPI的氢键网络重组。因此,α-螺旋结构减少。这些结构变化可能是由于预处理温度不同,对M3G产生了不同的稳定效果。

对样品进行远紫外圆二色性(CD)分析,进一步评价在M3G存在和不存在的情况下SPI45二级结构的变化。图3c和d为实验图,在220~225 nm之间有一个椭圆极值,表明α-螺旋结构的存在。在不添加M3G的情况下,α-螺旋含量为7%,β-折叠和β-转角含量占66%,其余27%为随机线圈含量,表明β-折叠是SPI的主要结构。引入M3G后,CD信号被放大,极端波长从223 nm移至221 nm,提示M3G与蛋白相互作用。β-折叠含量降低,α-螺旋、β-转角和随机线圈含量增加,导致蛋白质二级结构发生显著变化。这说明热处理导致了SPI的发展,增强了SPI与M3G的结合能力,使蛋白质的构象变得更加无序。热处理可能削弱了蛋白质分子内的氢键,而氢键对于维持β-折叠结构至关重要,从而导致蛋白质展开。

蛋白质三级结构
通过同步荧光光谱、荧光相图、紫外-可见光谱和ANS荧光探针等方法评价pre-SPI-M3G对发色团的紫外吸收和表面疏水性,反映其三级结构的变化。
同步荧光光谱利用在特定波长激发和发射的扫描单色器来观察蛋白质-配体相互作用中结构变化的细节。激发和发射波长的差异波长间隔(Δλ)反映了具有不同性质的发色团的光谱。Δλ提供了Tyr残基在15 nm和Trp残基在60 nm的独特数据。图4a和b描绘了M3G-SPI配合物的同步荧光光谱。随着SPI溶液中M3G浓度的增加,荧光强度逐渐减弱。M3G被认为主要通过Tyr片段与SPI结合,因为Tyr片段比Trp片段具有更大的猝灭能力。pre-SPI和M3G配合物的最大发射波长(λmax)略有偏移Δλ=15 nm,而Δλ=60 nm变化不明显。这些变化表明,当与M3G结合时,蛋白质结构发生改变。此外,Tyr残基周围的极性增强导致微环境更亲水,而Trp的极性保持不变。

图4  不同浓度M3G与SPI45在298 K下结合的同步荧光光谱Δλ=15 nm (a), Δλ=60 nm (b);SPI在298、318和338 K时的荧光相图(c)、(d);M3G单独、M3G-spi和M3G-prespi的紫外可见光谱(e);SPI、SPI45和M3G-SPI45的表面疏水性(f)

图4c和d为荧光猝灭过程相图。在320和365 nm处的荧光强度变化可以证明不同浓度的M3G引起SPI45的肿胀特性。线性相关意味着明显的过渡。同时,函数的非线性反映了变换的序列性。在图4c中,样品表现出线性关系,其中320 nm处的变化比365 nm处的变化更明显。值得注意的是,荧光相图显示了M3G浓度(20、30和40 μmol/L)之间不可预见的变化。图4d显示,298 K时荧光相图出现弯曲,表明存在三种不同结构的物质。在将SPI预热到45 ℃时,大豆蛋白的球形结构可能会膨胀,从而暴露出某些疏水氨基酸,增加蛋白质的表面疏水性。这种增加可能有利于产生新的分子内和分子间氢键,并建立不同于自然状态下发生的静电和疏水相互作用。M3G的引入导致在展开到折叠过程中快速诱导中间状态。在338 K时,观察到弯曲,可能是由于添加M3G提供的温度。

测定了含M3G和不含M3G前spi的紫外-可见吸收光谱。实验表明,M3G结合后,吸收峰强度增加,SPI的最大吸收峰分别从222 nm移至228 nm和278~282 nm(图4e)。数据表明,在结合过程后,蛋白质的芳香氨基酸残基向更疏水的环境过渡。在222和278 nm附近,SPI峰的排列顺序为SPI45>SPI40>SPI35>SPI0>SPI50,这可能是由于暴露于隐蔽疏水性基团或温度变化引起的二级结构变化所致。大约280 nm处的独特吸收峰主要是由于苯丙氨酸、酪氨酸和色氨酸的存在。综上所述,温度的波动会影响SPI中氨基酸残基的构型和环境,从而影响其与M3G的结合。

综上所述,同步荧光光谱和紫外吸收光谱结果反映了加热引起的SPI氨基酸微环境变化。SPI分子结构的改变导致其表面疏水实体的排列发生改变。将SPI加热至45 ℃时,其表面疏水性较天然SPI显著提高62.8%。这种增加主要归因于β-甘氨酸的变性(图4f)。在45 ℃下加热通常会改变甘氨酸和β-甘氨酸的结构,导致SPI的二级和三级结构部分破坏。这个过程展开多肽链,从而暴露出巯基和疏水点。然而,它并没有形成特定数量的聚集体。因此,这一过程增强了表面疏水性。与M3G相互作用后,SPI的表面疏水性下降了58.39%。多酚的存在可能是抑制M3G与疏水蛋白表面相互作用的原因。或者,展开一些蛋白质分子可能会将以前埋在蛋白质内部的亲水区域暴露在表面,从而增加溶解度。

分子对接研究
分子对接是一种有效而直接的技术,用于研究大分子和小分子之间的相互作用。M3G-7S和M3G-11S的对接结果分别为-8.0和-7.6,T评分最高。如图5所示,M3G与大豆7S和11S球蛋白形成强相互作用,这些球蛋白的氨基酸结合袋可以包裹M3G对其进行屏蔽,从而增强了M3G的稳定性。观察到M3G与7S球蛋白之间的主要相互作用为π-π堆积(PRO 242)、碳-氢键(SER 411、ASP 229)和氢键(glu356、ASN 487)。M3G与11S球蛋白之间的主要相互作用为氢键作用(GLU 172、VAL 162、TYR 164、THR 176、PRO 160、ARG 161)。分析表明,M3G与大豆7S和11S球蛋白的分子间相互作用包括氢键和疏水相互作用。

图5  7S和M3G之间的3D(a)和2D(b)相互作用分析;11S和M3G之间3D(c)和2D(d)的交互作用分析

分子动力学模拟
模型细化
进行MD模拟以检查β-伴大豆球蛋白(7S)和大豆球蛋白(11S)与M3G在预热(45 °C)和未预热(25 °C)下的相互作用。仿真在150 ns内进行,并表明7S、11S和M3G的结构会根据温度而变化。图6a和d是7S和11S在特定温度下处理后的结构变化。预热后β-折叠增加,预热后蛋白质构象发生变化,有利于ANs的包埋。结果表明,拉氏图是残基的领先区域(图6b、c、e、f)。预检显示,84.9%的7S和85.9%的预热7S氨基酸位于有利区域。82.4%的11S和86.4%的预热11S氨基酸位于最受青睐的区域。预热后,蛋白质有利部分的残基增加,对空间干扰的免疫力更强。

图6  7S/11S在298和318 K时的空间结构(a,d);7S/11S同源模型在298 K(b,e)和318 K(c,f)时的拉氏图

RMSD
分子动力学模拟的均方根偏差可以反映复合物的运动过程。剧烈的波动意味着剧烈的运动,反之亦然,稳定的运动。在M3G和7S蛋白的复合物中(图7a),蛋白质在室温下或318.15 K高温下波动约为3 Å(图7b和c),小分子分别在30和20 ns时收敛并表现平稳。蛋白质略有波动,小分子稳定地结合到结合位点。在室温下(图7b),11S蛋白波动平稳,小分子结合在1.5 Å范围内波动。这表明小分子仍然与结合位点结合。然而,结合位点有轻微的振幅移动。在318.15 K时(图7d),11S蛋白的稳定性略有下降,轻微的分子波动也略有增加。研究结果表明,温度会影响11S蛋白和小分子的稳定性。

图7  7S(25)-M3G、7S(45)-M3G、11S(25)-M3G和11S(45)-M3G配合物的RMSD(a-d)的时间演变;RMSF(e-f);组合模式(g-h);氢键的数量(I-J)

RMSF
具有良好结合特性的分子会降低蛋白质系统的灵活性。如图7e和f所示,与7S和11S蛋白结合后,M3G在室温或318.15 K下的变化不同。7S序列号为150的氨基酸在室温下更灵活,序列号为360的氨基酸在318.15 K时更灵活。7S序列号为160的氨基酸在318.15 K处更灵活,而序列号为360的氨基酸在318.15 K处更灵活。加热对与M3G结合的11S蛋白的柔韧性具有局部增加作用。
MD后的结合模式

通过分子动力学模拟可以实现构象的正确优化。图7g和h是室温下模拟的最后一帧快照分析。显示了M3G分子和7S蛋白的结合模式。M3G分子形成氢键、与蛋白质上的LYS15形成盐桥,以及与ASN16和LYS48形成氢键。LYS15可能在结合过程中起着重要作用。在M3G-11S复合物中,M3G与11S蛋白上的GLN67、TYR260、TYR282和GLY308氢键。氢键是上述结合中的重要作用力。

氢键分析
还分析了MD过程中氢键频率的变化。如图7i和j所示,在室温下,分子与7S蛋白的氢键更多,其次是11S蛋白。然而,加热后,7S蛋白和11S蛋白中的氢键量显着减少。



Conclusion 


以上研究表明,与未预热的SPI相比,温和的预热SPI对ANs具有更好的稳定性,预热温度为45 ℃对ANs的保存效果最好。M3G通过疏水相互作用和氢键静态淬灭SPI的本征荧光。荧光相图显示,pre-SPI在相互作用过程中产生了中间体。相互作用导致构象和结构的持续变化,导致β-折叠减少,α-螺旋、β-转角和无规线圈含量增加。分子对接分析显示M3G-7S具有更稳定的构象。根据分子动力学,预测11S蛋白的加热会影响它们的构象和表面腔,从而影响蛋白质和与之相互作用的小分子的稳定性。这些发现为SPI与ANs之间的关联提供了新的理解。目前关于ANs稳定性的研究主要集中在模拟和实验条件下的结构-活性关系和结构-稳定性关系,无法转化为实际生产。未来,可以模拟实际生产系统条件下的二进制甚至多组分交互,以实现AN的高效利用。


Mildly preheating induced conformational changes of soy protein isolates contributed to the binding interaction with blueberry anthocyanins for stabilization

Siyi Tanga,1, Xu Sia,1, Zhihuan Zanga, Hailong Guia, Xu Xiea, Liang Wangb, Ying Heb, Baoru Yangc, Bin Lia,*

a College of Food Science, Shenyang Agricultural University, Shenyang, Liaoning, 110866, China

b Zhejiang Lanmei Technology Co., Ltd., Zhuji, Zhejiang, 311800, China

c Food Sciences, Department of Life Technologies, University of Turku, Turku, Finland

1The two authors made equal contributions to the manuscript and are therefore listed as a joint work.

*Corresponding author.


Abstract

Preheated proteins have been proven to stabilize anthocyanins better than natural proteins, but the binding mechanism remains to be further studied. This study investigated the interacting mechanism between soy protein isolate (SPI) that has been slightly heated and blueberry anthocyanins (ANs) using multi-spectroscopy and molecular dynamics approaches. It was found that preheated SPI (pre-SPI) increased the stability of the ANs and provided better protection than natural SPI. In particular, SPI preheated at 45 °C provided the most effective protection against anthocyanin instability. Multi-spectroscopy demonstrates that SPI exhibits a robust affinity for and causes static quenching of malvidin-3-O-galactoside (M3G). The binding of SPI causes a considerable modification in its secondary structure, leading to a decrease in the β-sheet format and an increase in the α-helix, β-turn, and random coil structures. When heated to 45 °C, the combination effect of SPI and M3G was the most significant, thus improving blueberry ANs' stability. The interaction between SPI and M3G predominantly occurs via hydrophobic interactions. Furthermore, molecular dynamics simulations utilized the AMBER 18 protein force field and demonstrated that hydrogen bonds played a role as a source of force. Notably, pre-SPI exhibited superior anthocyanin wrapping capabilities to natural SPI, mitigating external environmental damage resulting from pocket tightening. These findings offer a deeper understanding of how proteins and ANs interact.

Reference:

TANG S Y, SI X, ZANG Z H, et al. Mildly preheating induced conformational changes of soy protein isolates contributed to the binding interaction with blueberry anthocyanins for stabilization[J]. Food Hydrocolloids, 2024, 155, 110209. DOI:10.1016/j.foodhyd.2024.110209.

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