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本篇文献主要研究了CHO细胞的补料分批培养中，利用通气来作为pH控制回路的一部分的可行性，并验证了该方法的可放大性。
在本研究中，通气用作 pH 控制回路的一部分。在 ambr®250 中，在 pH 的PID回路中添加通气非常简单，其中可以配置两个 pH PID 回路，并在同一系统上同时用于不同的生物反应器：控制回路 A 使用通气 (P = 200，I = 0，D = 0），控制回路 B 使用基础泵（P = 10，I = 0，D = 0）将 pH 控制在死区下限。初始测试是在指定的 pH 设定点 6.90、6.85 和 6.80 下使用工艺 1 进行的。使用两种 pH 控制回路策略可以将生物反应器的 pH 控制在所有设定点的所需范围内。
使用工艺 2 评估了相同的 pH 控制策略，该策略具有改善的细胞生长和生产力，以及更高的乳酸峰值和渗透压。与工艺1相比，工艺2使用的基础培养基中额外补充了2 g/L NaHCO3，并评估了6.90和6.95的不同pH设定点。评估工艺 2 的目的是确认当所用培养基的缓冲容量发生变化时，所提出的策略仍然适用。工艺 2 中也使用两个控制回路实现了工艺 1 中所经历的可靠 pH 控制。
尽管使用两个控制环实现了总体有效的pH 控制，但仍观察到一些细胞培养性能差异，但基本总体一致。
对于工艺 1，pH 控制回路 B 中的细胞密度稍高。但是，抗体滴度没有重大差异 (< 5%)。对于工艺 2，当使用 pH 控制回路 A 时，观察到抗体产量增加了 10-21%。两个控制回路之间的抗体质量属性相当。不同质量属性的变化完全在预期范围内，注意到使用控制回路 B 的半乳糖基化稍高。总体而言，基于通气的 pH 控制表现出类似的、可能有所改善的细胞培养性能。
观察到两个工艺条件下，与 pH 控制回路 A（喷射空气）相比，即使初始乳酸曲线具有可比性，在初始积累后，在 pH 控制回路 B（基础泵）中观察到乳酸消耗较慢。这种观察结果可能部分与培养物渗透压有关，其中较高的渗透压通常会导致细胞特定乳酸生产率增加。
在 200 L SUB 中评估了相同的基于通气的 pH 控制。使用工艺 2 在 pH 设定点 6.90 ± 0.05 下评估 200 L 规模的性能。在 200 L SUB 中观察到峰值活细胞密度略低（约低 10%），这可能是由于使用不同的细胞计数器和过程的规模变化所致。200 L SUB 和 ambr®250 之间的其他关键工艺指标（例如活力、体积生产率和抗体质量属性）具有高度可比性（图 6）。
使用 Dunnett 检验的统计显著性被认为没有实际意义；因为这些变化完全在我们典型的过程和分析方法变化范围内。这些记过表明，使用通气作为 pH 控制回路策略的一部分在小规模和大规模操作中均有效，并且能够在不同规模下产生可比较的培养性能。
所提出的 pH 控制回路有两个潜在的限制。
一是控制非常高的水平上生物反应器的pH 设定值。这种评估是工艺表征中的常规部分，以了解生物反应器 pH 设计空间。在这种情况下，需要pCO2 水平较低，控制它们可能很困难。
二是应激压力引起的细胞代谢调节丧失会产生大量酸性副产物（乳酸和三羧酸 [TCA] 循环中间体）。在恒定的 pH 值下，这些副产物将与碳酸氢盐发生反应，并降低其水平，从而对基于通气的 pH 控制提出挑战，因为二氧化碳去除本身不足以控制 pH 值。在这些情况下，仍然需要添加碱来控制 pH 值，除非进一步调整基础/补料培养基 pH 值。
另外，对于在稳定期乳酸快速消耗的宿主细胞系或工艺，可能需要额外的工艺考虑点。在这些条件下，将需要大量 CO2 来控制转变为乳酸消耗后的 pH 值。然而，高 pCO2 已被证明与铵积累增加相关，这可能部分归因于氨基酸代谢受损。
在这项研究中，作者证明了通过在一系列工艺和 pH 条件下使用通气可以有效控制生物反应器 pH 值。这种策略在小规模和中试规模的生物反应器中都是实用的。与使用基础泵的传统 pH 控制回路（研究中使用 1 M Na2CO3）相比，在工艺 2 的所有条件下，在采用通气的 pH 控制回路中观察到乳酸消耗量和生物反应器生产率有所提高。在 pH 控制回路中加入通气虽然在生物反应器控制中并不常见，但它提供了一种利用系统的CO2 去除能力进行精确 pH 控制的新方法。当生物反应器规模增大时，混合时间增加且环境异质性加剧，消除基础泵或仅将其用作 pH 控制回路中的辅助级联控制的好处可能会更加明显。
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