Cell Metabolism：强健之道：揭秘免疫与运动的默契共舞

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 背景介绍

尽管如此，目前仍不清楚运动是否调节肌肉Tregs及其功能，并且从代谢角度和肌肉功能、肌肉发生和修复机制的角度来看，Tregs是否调控肌肉对运动的响应。此外，这种免疫调节在肌肉中的分子机制尚不明确。为了回答上述问题，研究人员使用T细胞和肌肉特异性功能丧失模型，包括选择消除Tregs证明该类细胞控制肌肉功能，同时表明耐力运动能持续诱导具有高功能活性的肌肉驻Foxp3+Tregs细胞。在分子机制层面，研究人员证明了T细胞上的IL6Rα信号通路能够提升Foxp3+Treg细胞水平，并促进运动和损伤后的肌肉功能修复。为了进一步探究IL6Rα信号通路与肌肉Treg细胞之间的关系，作者构建了小鼠T细胞特异性敲除IL6Rα模型（IL6Rα TKO），并与野生型小鼠对比后发现，IL6Rα TKO小鼠诱导肌肉损伤后肌肉功能下降更为明显。此外，IL6Rα TKO小鼠在稳态下卫星细胞（SCs）和纤维脂肪生成祖细胞（FAP）的含量显著降低，并且在肌肉组织损伤后肌肉再生和功能受损。对野生型（WT）小鼠采用抗IL6R抗体靶向IL6Rα信号通路则会导致IL6Rα TKO小鼠类似的表型，表明抗IL6R抗体促进肌肉无力。这些发现证明了在T细胞上IL6Rα信号轴的关键功能，它可以串联Treg细胞-肌肉细胞的调节网络，调控肌肉功能和再生。

敲黑板啦！

1、 运动诱导功能性强且稳定的肌肉Treg表型；

2、Tregs需要IL6Rα信号来控制肌肉组织的功能和再生；

3、IL6R的药理学阻断引起肌肉无力。

 研究结果

 

首先，为了探究肌肉驻留Treg是否调控肌肉功能以响应运动训练，研究人员探究了16周龄雄性C57BL/6J小鼠肌纤维亚型在久坐稳定状态下的含量。根据肌纤维的代谢特征，作者重点研究了比目鱼肌（Sol，主要是氧化肌纤维），趾长伸肌（EDL，主要是糖酵解肌纤维），胫骨前肌（TA）和腓肠肌（GC，混合肌纤维）。研究人员通过一组免疫细胞标志物，直接鉴定了从这4种不同肌肉中分离的CD4+T细胞亚群（图1A；流式门控策略参见图S1A）。结合Treg的核心转录因子Foxp3的细胞内染色结果，研究人员发现与其他骨骼肌相比，氧化型骨骼肌Sol中的Treg含量最高（图1 B和1C）。

为了探究Treg在运动训练中调控肌肉功能的作用，研究人员选择了自主跑轮（Voluntary wheel running）的运动方式，因为相比于强迫跑台运动，自主跑轮对小鼠的刺激更少，由此产生的效应也可能更符合生理条件。于是，作者将雄性C57BL/6J小鼠随机分为静息组和运动组。在初步实验中，小鼠保持久坐或使用跑轮10天，以此来评估运动训练的直接影响。结果显示，小鼠主要在夜间活动，并且适应了跑轮后表现出较高的活跃度（各个小鼠的活动特征见图S1B）。为了确定与肌肉代谢、肌肉发生和组织修复相关的运动反应模式，研究人员对Sol肌肉进行了基因表达分析。短期运动训练显著诱导了与肌肉生成相关的标志物的基因表达（包括Myf5和Myog；图1D）。此外，经典的肌源性因子IL-6以及编码Areg的Areg mRNA表达水平在运动后显著增加（图1 D）。在短期运动期间，包括己糖激酶2 （Hk2）在内的代谢标志物在mRNA水平上没有显著改变（图1 D）。

图S1 | 自主跑轮实验的生理参数

为了确定运动训练对肌肉驻留型Treg数量的影响，研究人员在8周的实验结束后直接从Sol和GC中对Treg进行流式分析，并分为久坐、运动和Pre-ex组（图2A和2B；Tregs分析的门控策略如图S1L所示）。运动后的Sol和GC肌肉中的Treg数量显著增加，并且Pre-ex小鼠中的Treg数量最多（图2C、S2A和S2B）。肌肉Tregs在pre-ex组中显著增加，强调了运动稳定诱导Treg产生。此外，这些研究结果表明，Treg的数量在运动结束后仍能维持，因此支持了前文中运动对肌肉Treg的免疫记忆效应的概念（图2C和2D）。

为了深入了解Treg在运动结束后的维持情况，研究人员首先检测了它们的增殖潜力。对增殖标志物Ki67的分析表明，运动结束后，Pre-ex小鼠的肌肉驻留型增殖的Treg数量显著增加（图2D）。这些发现表明，运动时的局部肌肉组织环境有助于支持肌肉Treg的特定扩张。

接下来，研究人员想要了解运动对Treg分化的影响。因此，他们提出了一个问题，即运动是否可以通过调节T细胞所在的局部微环境来调节CD4+T细胞分化为Treg的潜能。为此，他们使用了来自腘窝淋巴结中高纯度CD25^- CD44lowCD4+T细胞作为原代细胞进行体外分化（小编注：腘窝淋巴在机体的腘窝处，即位于膝关节后方。腘窝处的淋巴比较富集，如果进行过度的运动，造成局部肌肉拉伤，或者浅表软组织伴有感染时，都有可能造成局部淋巴结增生、肿大）。结果显示，与其他实验组相比，Pre-ex小鼠的CD4+T细胞向Treg分化的潜能显著增强（图S2D）。这些发现表明，运动促进诱导CD4+T细胞分化为Treg。

接下来，研究人员探讨了除了诱导肌肉中Treg分化外，运动训练是否也会影响它们的表型特征和功能成熟，以维持组织稳态。具体而言，研究人员考虑到Areg在支持肌肉完整性和修复中的关键作用，于是分析了所有实验组中Treg特异性的Areg表达。值得注意的是，在pre-ex小鼠的Sol和GC中，研究人员发现Areg+Foxp3+Treg细胞亚群显著增加（图2E和S2C）。当包括Treg在内的CD4+T细胞被激活时，它们上调了EGFR，部分通过STAT5（signal transducer and activator of transcription 5，信号转导与转录激活因子5）介导的信号传导。研究表明，Areg表现出与其他EGFR配体不同的结合能力，与其他EGFR配体相比，它以异常低的亲和力结合EGFR。研究人员发现在运动结束后，GC中的EGFR+Treg下降，而pre-ex组在Sol和GC两种肌肉中EGFR+Treg细胞显著增加（图2F）。

为了了解运动介导的细胞相互作用是否牵涉到局部Treg，研究人员重点研究了ST2，它是IL33的受体，属于跨膜受体，并且相比于其他淋巴细胞，ST2在Treg中的表达显著上调。与久坐组和运动组小鼠相比，Pre-ex小鼠的GC中ST2+Tregs比例显著增加（图2G）。在三个实验组中，Sol中的ST2水平保持不变。这些发现再次表明，与氧化肌纤维和混合肌纤维相关的肌肉特异性代谢亚型可以影响（1）包括上述的增殖潜能在内的局部Treg特征；（2）ST2的表达（图2G）。考虑到IL-6作为一种在运动反应中重要的肌源性因子，研究人员测量了T细胞上的IL-6Rα的表达情况。Pre-ex组小鼠的T细胞IL-6Rα表达显著增加（图2H）。综上所述，在Pre-ex组小鼠的肌肉中存在强烈的促进免疫耐受性的环境，导致肌肉Treg的表型和功能成熟，并参与Areg/EGFR/ST2和IL-6Rα信号转导。

考虑到运动引起肌肉中Treg强烈且持续的增加，接下来研究人员想要探究Treg是否通过控制肌肉基因表达来响应运动。他们使用了Foxp3 DTR小鼠，并注射白喉毒素（DT）来介导敲除Foxp3+Treg。他们对雄性Foxp3 DTR-和Foxp3 DTR+小鼠均进行了DT注射（图S3A）。如图3A和3B所示，DT的注射可以有效敲除Foxp3 DTR+小鼠肌肉中的Treg（图S3B）。

从机制上来看，选择性敲除肌肉中的Tregs导致运动时代谢（Hk2、Ckmt2和Cpt1b）和肌生成反应（Myf5和Pax7）所需的肌肉特异性基因表达显著减少（图3C）。这些发现表明，局部Treg通过控制运动相关基因的表达和反应性来调控肌肉功能。

接下来，研究人员探究了缺失Treg带来的肌肉功能的生理学影响。急性Treg耗竭不会引发肌纤维类型的转换（图S3D–S3F）。为了探明Treg缺失是否影响响应运动训练所需的肌肉功能，他们检测了敲除Treg后肌肉中柠檬酸合酶的酶活性。柠檬酸合酶是评估肌肉氧化和呼吸能力的关键调节酶和代谢标志物。柠檬酸合酶活性被用作评估运动后骨骼肌对氧化适应的生化标志物，一些研究表明，柠檬酸合酶活性在运动后会增加。重要的是，敲除Treg会导致GC肌肉中柠檬酸合酶活性显著下降（图3D和3E），这表明在局部Treg缺失的情况下肌肉功能降低。Treg缺失后，通过氧化磷酸化（OXPHOS）复合物的蛋白分析表明，线粒体呼吸能力呈降低趋势（图S3C），这与敲除Treg后观察到的柠檬酸合酶活性降低一致。此外，敲除Treg后肌肉横截面积也呈下降趋势（图3F、3G和S3G）。

为了更直接地研究Treg细胞对肌肉功能的重要性，研究人员在选择性敲除Treg前后进行了小鼠肌肉握力测试（使用BioSeb GS3和Bio-CIS进行的四肢握力测试）。值得注意的是，敲除Treg导致最大肌肉握力显著下降（图3H）。这些发现强调了局部Treg在控制肌肉功能和对运动进行反应这两方面的关键作用。

鉴于Treg在调控肌肉对运动的反应中起到关键作用，接下来，研究人员深入研究Treg-肌肉相互作用的运动反应机制。具体而言，考虑到Il6 mRNA在自主跑轮运动中显著上调（如图1D所示），接下来他们想要确定运动诱导的Treg增加是否受到肌源性因子IL6介导。与这一想法一致的是，先前的研究已经证实，运动后肌肉产生的IL6不参与激活TNF-a和IL-1b等经典促炎信号通路，而是促进抗炎细胞因子（如IL-10）的产生。尽管已有这些认知，但肌源性的IL6调控局部Treg对运动反应的机制仍然不明确。为了解答这个问题，他们采用了肌肉组织特异性敲除IL6的小鼠模型。具体而言，他们使用了Myl1 Cre小鼠（小编注：Myl1 Cre小鼠表达由骨骼肌特异性Myl1(肌球蛋白轻链1)启动子驱动的cre重组酶，当与含有loxp侧翼序列的小鼠杂交时，序列在骨骼肌组织中特异性敲除，包括腓肠肌、胫骨前肌和股二头肌，而在脑、肝、心脏和胃中没有敲除。MCK-Cre小鼠具有肌酸激酶启动子驱动的Cre重组酶活性，在骨骼肌和心肌中观察到Cre活性。HSA-Cre小鼠具有由人α -骨骼肌动蛋白(HSA)启动子驱动的Cre重组酶活性，Cre活性仅限于成人的骨骼肌纤维以及胚胎的体节和心脏的横纹肌细胞）和Il6 fl/fl小鼠进行合笼，得到了肌纤维特异性IL6 KO的小鼠模型。通过PCR对Myl1 Cre和Il6 fl/fl等位基因进行鉴定，确认了肌纤维特异性IL6敲除（图S4A）。此外，他们通过qPCR分析，验证了肌肉特异性的IL6敲除，研究人员将内脏脂肪组织、肝脏作为对照，在其中未检测到Il6的表达差异（图S4B）。

从生理学角度来看，肌肉特异性IL6 KO小鼠与相应的floxed对照组小鼠在跑步距离上没有显著差异（图S4E）。在久坐组中，研究人员观察到肌肉IL6 KO小鼠与floxed对照组小鼠的体重存在显著差异（图S4C），说明在未运动的情况下，IL6能抑制肥胖。而在pre-ex组中这种体重差异消失（图S4C），说明运动不仅仅促进肌纤维分泌IL6，还存在其他类型的细胞，如免疫细胞，分泌IL6来维持体重。与久坐组小鼠相比，在pre-ex组中，不论基因型如何，内脏脂肪组织质量都略有减少（图S4D）。

值得注意的是，在缺乏肌源性IL6的情况下， pre-ex组和floxed对照组肌肉中驻留型Tregs呈现相似的增加（图4A和4B）。这些发现表明，肌源性因子IL6并不是运动后肌肉Treg增加所必需的。然而，通过肌肉Ki67染色发现，在肌源性IL6缺失时，pre-ex不会诱导局部Treg的增殖（图4C）。这些结果表明，除了运动时的局部Treg增殖外，其他机制（如Treg诱导或募集等）也有助于运动介导的肌肉Treg的增加。

尽管缺乏肌源性IL6，运动也能诱导Treg百分比增加（图4B）。因此，研究人员想知道运动后功能性Treg的成熟是否需要IL6。值得注意的是，肌细胞因子IL6的缺乏导致pre-ex组 Foxp3+Treg中Areg、EGFR和ST2的特异性上调的缺失（图4D-4F）。因此，这些发现表明，肌源性IL6在引导肌肉组织Treg特征及其功能的上调中发挥了作用。此外，这些结果表明IL6可以与Areg/EGFR-ST2信号相互作用，并引导运动后Treg在肌肉中的成熟和功能。

图S 4|运动对小鼠肌纤维的影响

研究人员发现，肌源性IL6的缺失并没有消除运动诱导的Treg分化潜力。然而，依赖Areg/ST2/EGFR信号通路的Treg功能成熟需要肌源性IL6。因此，接下来研究人员开始寻找运动后肌肉Treg分化所需的信号通路。为此，他们重点研究了肌肉Treg的IL6受体信号。从组织相互作用的角度来看，运动训练已被证明可以增加骨骼肌上IL6Rα的表达。如图2H所示，pre-ex小鼠GC中Treg的IL6Rα表达显著增强。

基于运动对肌肉Treg中IL6Rα表达的调节，研究人员进一步探究了T细胞IL6Rα的表达是否是运动诱导的Treg增加所必需的。为了从机制上分析这一问题，他们采用了T细胞特异性功能丧失模型。具体而言，他们研究了T细胞特异性敲除高亲和力IL6受体α链的小鼠（Cd4 Cre × Il6ra fl/fl）。为了产生T细胞特异性IL6Rα敲除小鼠，研究人员将Cre重组酶的转录由Cd4启动子（Cd4Cre）控制的转基因小鼠与两侧含loxp位点的Il6ra等位基因小鼠进行杂交。通过PCR来鉴定IL6Rα的T细胞特异性敲除（图S5A），并对淋巴结CD4+T细胞上的IL6Rα染色后进行流式分析再次证明T细胞特异性IL6Rα敲除（图S5B）。

尽管IL6Rα TKO小鼠肌肉中Foxp3+Treg的数量与floxed对照组相比没有差异（图4G），但通过对ST2和Foxp3表达的检测，可以看到缺乏IL6Rα的T细胞中具有成熟功能的Treg比例显著减少（图4H）。这些发现表明IL6Rα信号在诱导肌肉Treg分化方面发挥着重要作用。

接下来，研究人员对IL6Rα TKO与floxed对照小鼠进行pre-ex运动训练，IL6Rα TKO小鼠和floxed对照组小鼠在运动距离上没有显著差异（图S5C）。此外，研究人员发现久坐组和pre-ex组的IL6Rα TKO小鼠之间体重和脂肪量的没有显著变化，并且久坐组和pre-ex的floxed对照组也是如此（图S5D和S5E）。与前文所述一致，pre-ex组的floxed对照小鼠肌肉驻留型Treg显著增加（图4I和图4J）。相反，在T细胞特异性敲除IL6Rα的小鼠中，运动不能够介导的肌肉Treg增加（图4I和4J），并且pre-ex组IL6Rα TKO小鼠Ki67+Foxp3+Treg也没有显著变化。Pre-ex组floxed对照小鼠的肌肉Treg出现增殖上调的趋势（p = 0.08；图4K）。这些发现表明，除了通过Ki67阳性检测到的局部Treg增殖之外，pre-ex floxed对照和IL6Rα TKO小鼠在Foxp3+Treg的显著差异还存在其他因素（图4I和图4J）。

更重要的是，从机制和表型的角度来看，与floxed对照小鼠相比，pre-ex组IL6Rα TKO小鼠中检测不到Areg+、EGFR+和ST2+Foxp3+Treg的增加（图4L-4N）。这些结果表明，T细胞中IL6Rα对于运动诱导的肌肉Treg的增加以及它们的功能活性（包括Areg、EGFR、ST2）增强所必需的。

图 4|在缺乏IL6/IL6Rα介导肌肉-T细胞相互作用的情况下，运动的促耐受作用消失

到目前为止，基因表达分析、柠檬酸合成酶活性分析和OXPHOS复合物的蛋白质检测，以及直接测量最大肌肉握力，这些数据表明，Treg的敲除严重破坏了肌肉功能（图3H和S3C）。将这一发现结合运动诱导Treg增加需要T细胞上的IL6Rα信号，接下来，研究人员考虑在一个独立的模型中验证Treg和IL6Rα信号在控制肌肉适应和功能方面的重要性。根据Treg缺失使得肌肉握力显著损伤的结果，他们选择了骨骼肌肌肉质量减少的模型。具体而言，他们选择了葡萄糖硫酸钠（DSS）诱导的结肠炎来构建炎症性肌肉萎缩或肌肉减少症的模型。该小鼠模型具有局部、结直肠炎症和全身性炎症，并导致了骨骼肌质量的减少，因此可以在形态学和分子层面模拟肌肉减少症。研究人员在IL6Rα TKO和floxed对照小鼠中均诱导了肌肉减少症（详见图S5H方案）。首先，他们检测了SDH活性，来表征它们的氧化能力，floxed与TKO小鼠的SDH+纤维并有任何显著差异（p = 0.643）。此外，DSS诱导的肌肉减少症引起IL6Rα TKO小鼠GC中SDH+肌纤维略微减少，但没有达到统计学意义（floxed小鼠与DSS诱导肌少症的floxed小鼠相比，p = 0.0865；DSS诱肌少症的floxed小鼠与DSS诱导肌少症的IL6Ra TKO小鼠相比，p = 0.0954；图S5J、S5K）。

为了将IL6Rα TKO小鼠的免疫特征与肌肉功能联系起来，研究人员测量了肌肉质量减少模型的握力。值得注意的是，当DSS诱导肌肉减少症时，相比floxed对照组，IL6Rα TKO小鼠的最大肌肉握力下降更为显著（图4O）。在炎症诱导肌肉质量减少模型中的这些发现都证明了T细胞特异性的IL6Rα表达能够介导局部Treg控制肌肉功能。

图S 5|运动对T细胞特异性敲除IL6小鼠的影响

前面的研究确定了局部Treg对肌肉功能的直接影响是由T细胞特异性的IL6Rα表达控制的。接下来，研究人员想要了解T细胞特异性IL6Rα的表达是否同样影响肌肉再生的过程。肌肉再生是由包括SCs和FAPs在内的一个动态网络组成的，SCs主要通过分化成肌纤维和自我更新来保护SC库，从而调控肌肉细胞再生。作为间充质基质细胞，FAP在组织再生过程中支持SC分化（小编注：纤维脂肪生成祖细胞（FAPs）又称肌肉驻留、血小板衍生生长因子受体-α阳性（PDGFRα+）间充质祖细胞， FAPs是肌肉再生和平衡的关键调节因子，它们与肌纤维和卫星细胞的相互作用有关。在静止肌肉中，FAPs与完整肌纤维的相互作用可防止它们转化为纤维脂肪细胞；当骨骼肌受到损伤时，会引发 FAPs 增殖和蛋白表达的短暂阶段，FAPs通过旁分泌一些因子（如IGF1、IL6、Wnt1、Wnt3A等）来促进肌肉干细胞分化，随后随着细胞凋亡和随后的吞噬细胞清除恢复到基线水平）。研究人员使用多色流式细胞术对SCs和FAPs进行分析。SCs鉴定为Itga+Sca1-（隶属于CD31-CD45-细胞），FAPs鉴定为Itga-Sca1+（源于CD31-CD45-细胞；染色示例见图S5L）。如上所述， IL6Rα TKO影响了小鼠肌肉Treg功能成熟。为了评估这种损伤的后果，研究人员分析了这些小鼠在稳态下SCs和FAPs的数量。他们发现，IL6Rα TKO小鼠的SCs和FAPs数量显著降低，尤其是在Sol中降低最明显（图4P和图4Q），Sol是SCs密度最高的肌肉，因此可能是对组织稳态变化易感性最高的肌肉。在pre-ex IL6Rα TKO小鼠中，肌肉横截面积显著减少（图4R，S5M和S5N）。这些发现表明，在T细胞缺乏IL6Rα信号的小鼠中，肌肉再生能力下降，并强调了Treg-肌肉的相互作用在控制肌肉适应、功能和再生中的关键作用。

由于观察到IL6Rα TKO小鼠的肌肉Treg在运动后功能成熟受损，并伴有SCs和FAPs数量的降低，因此，下一步研究人员建立了肌肉损伤模型，来进一步探究免疫-肌肉相互作用。为此，他们将甘油注射到floxed对照组和IL6Rα TKO小鼠的肌肉中来诱导肌损伤（图5A）。损伤后4天（dpi），流式分析结果表明IL6Rα TKO小鼠受损肌肉的SCs数量显著降低（图5B，5C和S6A）。浸润性巨噬细胞（MPs）的数量没有改变（图5B），文献表明，促炎性Ly6C+MPs可以转变为抗炎性Ly6C-或CD206+MPs，并在骨骼肌再生后期阶段发挥作用。在本文中，研究人员观察到IL6Rα TKO小鼠的MP极化少数倾向于CD206⁺MPs（图S6D），但当门控选择Ly6C时没有观察到差异（图S6E），这表明观察到的差异是由Treg功能的改变引起的，而MPs的变化只占很小的一部分。与损伤后SC数量减少的结果一致，T细胞特异性敲除IL6Rα的小鼠肌肉损伤后14天TA肌肉的横截面面积显著变小（图5D）。这些发现证明了T细胞上的IL6Rα信号在Treg功能成熟和损伤后肌肉稳态修复中的重要性。

图S 6|T细胞特异性敲除IL6Rα的小鼠肌肉损伤情况

接下来，研究人员想要探究Foxp3 DTR小鼠模型中Treg的回补是否可以促进肌肉功能的恢复。为此，他们使用DT特异性敲除了Treg （图6A）。研究人员检测了敲除Treg之前与敲除之后小鼠的肌肉握力，与未敲除Treg时相比，Treg的敲除导致肌肉功能显著下降，表现为小鼠肌肉握力显著下降（图6B）。而Treg的内源性再生（Treg恢复）可以促进肌肉功能的恢复，并达到Treg敲除前的水平（图6B）。这些结果表明局部Treg在控制肌肉力量方面的重要作用。

图 6|IL-2/IL-2抗体复合体扩增Treg恢复IL6Rα TKO小鼠的肌肉再生能力

接下来，研究人员进一步探究了IL6Rα TKO小鼠肌肉修复缺陷是否可以挽救（图4），他们使用抗IL2/IL2抗体复合物进行了功能获得实验和Treg增殖（小编注：IL2是T细胞增殖和分化的关键分子，也被称为T细胞生长因子， T细胞在其生长刺激物的存在下一般不能在体外培养中长期存活，加入IL-2则能其长期持续增殖,IL2主要由CD4⁺T细胞产生，IL-2通过与淋巴细胞表面的IL-2受体结合并传导信号到细胞内。）。为此，每隔一天腹腔注射6ug抗IL2/IL2抗体复合物至IL6Rα TKO和floxed对照小鼠中（实验方案见图6C）。在注射抗IL2/IL2抗体后，IL6Rα TKO小鼠和floxed对照小鼠的Treg在外周血中表现出相似Treg增殖动力学（图6D）。他们观察到，Treg的增殖可以完全恢复肌肉中减少的SC和FAP数量，并且14天后，IL6Rα TKO小鼠SC和FAP数量恢复到了floxed对照小鼠的水平，再次证明Treg-肌肉存在相互作用（图6E-6G）。

鉴于IL6Rα TKO小鼠的肌肉功能受损的表型，接下来研究人员从临床意义的角度进行了探究。具体来说，用于治疗各种自身免疫性疾病的IL6R靶向抗体，如托珠单抗（tocilizumab）都可以诱导肌肉功能损伤。为了在实验上实现这一点，在4周时间内，他们对WT小鼠注射了同型对照抗体或特异性抗IL6R抗体 （实验方案详见图7A）。并通过每周一次小鼠握力测试来测定肌肉功能的受损情况（图7B和S7A-S7F）。在治疗过程中，接受抗IL6R抗体的动物在注射开始后第14天和第21天表现出肌肉力量下降的趋势。在为期4周的实验后，与接受同种型对照抗体的小鼠相比，接受抗IL6R抗体的小鼠的初始肌握力下降了25%，因此现肌肉功能的显著下降。这些结果表明，在药物 IL6R靶向作用下，能够出现与IL6Rα TKO中肌肉功能损伤一致的表型。

图 7|药物靶向IL6R对WT小鼠肌肉功能损伤

图S 7|Treg的变化会影响肌肉功能

 总结   

 

肌肉驻留型调节性T细胞（Tregs）调控局部组织的完整性和功能。然而，基于Treg的调控肌肉功能和再生的分子机制仍不明确。本篇文章中，研究人员发现运动诱导了功能性强的肌肉驻留型Treg稳定增加，并提高了双调蛋白（Areg）、表皮生长因子受体EGFR和ST2的表达。在机制层面，T细胞敲除IL6Rα（TKO）导致小鼠Treg调控肌肉再生功能下降，SCs和FAPs数量显著减少，而这些细胞是肌肉再生所必需的。在运动和肌肉减少模型中，IL6Rα TKO小鼠表现出更明显的Treg缺失、功能成熟受阻和肌肉质量下降。肌肉损伤模型表明，IL6Rα TKO小鼠的肌肉再生受损。Treg的重新回补可恢复IL6Rα TKO小鼠的肌肉修复。并且WT小鼠中IL6R的药理学阻断表现出和IL6Rα TKO小鼠一致的肌肉功能损伤，突出了该研究结果的临床意义。

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