点击顶部蓝字｜关注VETLAND
每日分享兽医干货、最新课程
五大血液采集与样本采集错误
VETLAND编译，如需转载请联系我们
商业和临床兽医实验室中的错误可分为：分析前错误、分析中错误或分析后错误。分析前错误在人类和兽医实验室中最为常见，通常与样本采集和处理过程中的疏忽有关。分析中错误与仪器或方法的精确度、准确度、灵敏度和特异性有关，而分析后错误可能与转录错误或对呈现数据的误解有关。
根据作者所述，以下是导致血液采集和样本处理错误，从而造成分析前实验室结果错误的五个最常见原因：
1. 患者未禁食
甘油三酯增加导致的脂血症可能是由潜在的病理机制引起的。然而，脂血症最常见于未禁食患者的餐后变化（见图1和图2）。脂血症会增加血清和/或血浆的浊度，从而对依赖光散射的血液学和生化检测造成干扰（例如，通过折射法检测总蛋白、血红蛋白及相关指数、胆红素）。
图1 非禁食犬的脂血样本。此样本在冰箱中过夜冷藏，使红细胞沉降，从而突显出血浆中的脂血特性（箭头所示）。
图2 脂血血清。如果使用间接电位法评估方法，过量的脂质会导致测得的电解质浓度出现假性降低。
过量的脂质还可能根据分析方法的不同而导致电解质测定值出现假性降低。许多分析仪采用间接电位法来确定血浆或血清中离子的电势。通过间接电位法测量的样本在分析前会被分析仪稀释。在出现脂血症的情况下，加入稀释剂可能会导致测得的电解质浓度假性降低，因为增加的甘油三酯会引起一种称为体积置换的现象，即血浆/血清中的水溶性脂质会排斥电解质（如钠、钾、氯）至较低的水相体积中。许多血气分析仪使用直接电位法，该方法不依赖于电解质的稀释测量，因此不会导致电解质浓度假性降低。然而，避免与脂血症相关的误差最简单的方法是要求宠物主人在检查和计划采血前让宠物禁食8~12小时。
2. 体外溶血
溶血（即红细胞破裂导致血清[图3]或血浆呈粉红色至红色）分为病理性（即体内溶血）和人为性（即体外溶血）。体外溶血可能与样本采集时的创伤、样本处理不当、极端温度以及/或者处理延迟有关。体外溶血会降低红细胞浓度；然而，在没有体内溶血的情况下，血红蛋白浓度是准确的，因为许多分析仪测量血红蛋白时需要先裂解所有红细胞，然后通过光透射评估。红细胞浓度的人为性降低还可能导致包含红细胞浓度计算的指数结果发生改变（例如，计算得出的红细胞压积、平均红细胞血红蛋白浓度）。
图3 溶血血清
吸光度分光光度法用于测量多种生化分析物（如胆红素、尿素氮、肌酸激酶、磷、胆固醇）的浓度，该方法通过测量含有感兴趣的分析物（即酶反应的产物）的溶液透过的光量来实现。然后将测量的波长与感兴趣物质的已知吸收光谱进行比较。游离血红蛋白会吸收光线，因此游离血红蛋白的存在会干扰测试，导致测试结果不准确。此外，明显的体外溶血会导致细胞内液中浓度较高的离子和分子被释放出来；可能会导致丙氨酸氨基转移酶（ALT）、天冬氨酸氨基转移酶（AST）、磷和钾（取决于物种）的异常升高。
体外溶血可以通过使用无创伤的静脉穿刺、适当的患者约束和处理、正确的样本采集（例如，使用大口径针头）以及适当的样本处理（例如，与抗凝剂轻轻混合并及时分析）来预防。当样本分析被延迟时，需要将样本冷藏，但不应将样本直接放在冰上以减少溶血的发生。
3. 凝血样本
长时间的血液采集、创伤性静脉穿刺和/或全血与抗凝剂混合不充分都可能导致样本凝血。含有大凝块的样本有阻塞昂贵设备中的管道、注射器和过滤器的风险，因此不适合进行样本分析。为避免造成昂贵的错误，建议在使用商业实验室或诊所内的台式分析仪进行分析之前，检查样本中是否有大凝块（图4）。
图4：EDTA管中的血凝块。建议在分析前进行肉眼观察大凝块，但木制棉签（如图所示）也是此目的下极佳的工具。
与过度血小板聚集相关的显微凝块或血小板团块（图5），尤其是在猫中，可能导致假性血小板减少症（即假性低血小板计数）。此外，阻抗分析仪通过大小来区分红细胞和血小板，这可能导致将小的血小板团块（或大血小板）错误分类为红细胞。已经研究了多种技术（例如涡旋混合、添加前列腺素）来预防或破坏血小板聚集，以避免这种影响；然而，除了仔细采集和处理外，任何方法的广泛使用并不明显，并且所有报告的血小板减少症都应通过血涂片复查进行验证。
图5 来自犬的血液样本中的大血小板团块（箭头和插图所示）
4. 样本量不足（即样本量短少）
采集极小的样本量或使用过大容量的试管，可能会因抗凝剂过量稀释或样本量不足以完成所需检测而导致不利结果。血液采集管应填充至指定的管体积，这通常由一个不明显的填充线标示（图6）。
图6：提交给参考实验室的EDTA管，其中所含血液量对于所选管的大小而言不足。可见一条不明显的填充线（箭头所示）。
与血液相比，EDTA抗凝剂是高渗的；然而，如果EDTA管填充得当，渗透压的差异并不会导致血常规（CBC）结果出现临床意义上的变化。当EDTA管填充不足时，相对于全血，EDTA抗凝剂过量会导致细胞内水分通过渗透作用流向相对高渗的血浆/抗凝剂溶液，以尝试平衡渗透压，从而导致红细胞皱缩（棘形红细胞）和离心后血细胞比容（HCT）假性降低。当从EDTA管中抽取血液通过血液分析仪进行血常规检测时，分析仪会将红细胞悬浮在与正常血浆等渗的稀释液中。在EDTA过量的样本中，与皱缩的红细胞相比，稀释液呈低渗（而非等渗）；液体会迅速流回细胞内，体积得以恢复。因此，从样本量不足的样本中计算出的血细胞比容是准确值。
适当的体积对于凝血检测尤为重要。大多数凝血检测需要抗凝剂（柠檬酸盐）与全血的比例为1:9，以便在分析过程中通过添加钙来逆转抗凝作用。在样本填充不足的样本中，柠檬酸盐与全血的比例增加，导致凝血减少，从而导致凝血时间假性延长。
在预计样本量较低的情况下，应向参考实验室询问所需分析物的最小样本量和推荐的样本处理技术。
5. 处理延迟
理想情况下，应在采集后尽快处理和分析血液学和生化样本。然而，这可能并不总是可行，处理延迟可能会导致结果错误。可能受影响的血液学数据包括由于红细胞肿胀导致的平均血细胞体积（MCV）增加，进而导致与MCV相关的指数（如计算出的血细胞比容增加、平均血细胞血红蛋白浓度降低）进一步改变。这些变化通常在采集后12小时初步观察到，并随时间推移而逐渐加剧。
当在室温下存储时，早在采集后4小时即可在血涂片中观察到与假性中毒变化相符的形态学变化（图7）；当与冰袋一起存储时，在采集后8小时观察到；在4°C下存储时，在采集后24小时观察到。与长时间存储相关的中性粒细胞形态学变化包括细胞质嗜碱性增加、细胞质空泡化增加以及Döhle小体的存在。目前的理论认为，这些变化是由于长时间存储导致细胞通透性增加，从而使以前不可见的结构着色。11 这些变化可能会被误解为真正的细胞质中毒变化，并可能具有临床意义；因此，在解释白细胞分类计数时，考虑这种变化是很重要的。
图7：对比了一只健康犬在术前进行血常规（CBC）检测时提交的血液样本，两份样本使用相同的染色剂但制备时间相隔24小时。
A图是在采集后一小时内制备的单层血涂片。可见分叶核中性粒细胞形态正常，特征为染色质深且浓缩，核有明确的凹陷。红细胞形态正常，中央淡染区明显，边缘平滑。
B图是在冷藏24小时后制备的血涂片，用于展示因老化而产生的伪影。中性粒细胞核染色质凝聚程度降低，颜色更浅呈淡粉色，且更平滑（几乎透明化），这可能会被误认为是中毒性改变。红细胞呈棘形；部分红细胞不再表现出健康犬红细胞应有的中央淡染区。
除了白细胞中观察到的形态学变化外，红细胞也出现了与储存相关的形态学变化。特别重要的是，随着储存时间的延长，附着在红细胞表面的表外血寄生虫（如猫支原体）可能会脱落，这可能会导致寄生虫血症被忽视。12 延迟处理还会观察到红细胞棘形化增加。4 为了尽量减少因长时间储存而人为诱发的变化所带来的影响，强烈建议在采集后立即制备血涂片以供检查或提交给实验室。
对于生化检测，血液应凝固（15-30分钟）并离心以分离细胞成分和血清。3 一旦从细胞成分中分离出来，血清应立即分析或冷藏保存最多24至48小时。3 延迟分离和去除血清不可避免地会导致化学成分代谢，尤其是葡萄糖含量降低。3 由于酶活性和动力学的原因，血清酶在延迟处理（>24小时）时尤其容易出现错误结果。3 如果预计会有延迟，可以安排调整或与参考实验室讨论所需分析物在冷冻血清中的稳定性。
结论
认识到这些采集和样本处理错误可以帮助避免错误结果，并在无法避免这些情况时帮助解释结果。在向参考实验室提交样本时，临床医生应告知已知的采集和处理错误，以帮助确保临床病理学家能够准确解释结果。虽然本文未涉及，但如果未按照之前描述的建议进行操作，通过留置导管采集样本可能会导致多种具有临床意义的错误，如因液体稀释而导致的血细胞比容（HCT）和其他值假性降低、因药物污染而导致的值假性升高（如葡萄糖、钾）以及因过度抽吸而导致的溶血。
主译：VETLAND Klyn
审阅：VETLAND 陈久智
推荐阅读
【文献总结】利多卡因也可作为雾化剂？猫炎症性呼吸道疾病的吸入剂治疗都有哪些选择？
课程推荐
