基于单细胞组学探讨CD36高表达介导的成纤维细胞异常在脊髓损伤后胶质瘢痕形成过程中的作用及机制研究

基于单细胞组学探讨CD36高表达介导的成纤维细胞异常在脊髓损伤后胶质瘢痕形成过程中的作用及机制研究

回答

在探讨CD36高表达介导的成纤维细胞异常在脊髓损伤后胶质瘢痕形成中的作用及机制时，我们首先需要了解脊髓损伤后胶质瘢痕的形成过程以及成纤维细胞在此过程中的角色。脊髓损伤后，胶质瘢痕的形成是一个复杂的病理过程，涉及多种细胞类型和分子机制。成纤维细胞是胶质瘢痕形成中的关键细胞之一，它们在损伤区域通过增殖、迁移和分泌细胞外基质蛋白参与瘢痕的构建[9][14]。

CD36是一种跨膜糖蛋白，广泛表达于多种细胞表面，包括成纤维细胞。研究表明，CD36在创伤性脑损伤后的白质损伤模型中通过调控小胶质细胞极化减轻损伤[8]。尽管这一研究是在脑损伤模型中进行的，但它提示CD36可能通过调节炎症反应和细胞极化状态影响损伤后的修复过程。因此，我们可以推测，在脊髓损伤后，CD36的高表达可能通过类似机制影响成纤维细胞的功能，进而影响胶质瘢痕的形成。

进一步地，单细胞转录组测序技术的应用为研究脊髓损伤后的细胞异质性和分子机制提供了新的工具[5]。通过这种技术，研究人员能够鉴定出不同的细胞亚群，并识别它们的特异性标记基因。这对于理解CD36在成纤维细胞中的具体作用以及它如何影响胶质瘢痕形成具有重要意义。

此外，胶质瘢痕的形成不仅受到细胞增殖和迁移的影响，还与细胞外基质的重塑密切相关。成纤维细胞通过分泌胶原蛋白和其他细胞外基质蛋白参与瘢痕的构建。研究表明，HGF（肝细胞生长因子）能够调节成纤维细胞的胶原代谢，抑制纤维化[13]。这提示我们，通过调节成纤维细胞的活性和功能，可能有助于控制胶质瘢痕的形成，从而促进神经再生。

CD36高表达介导的成纤维细胞异常在脊髓损伤后胶质瘢痕形成中的作用可能涉及多个方面：1) 通过调节小胶质细胞极化影响炎症反应；2) 直接影响成纤维细胞的增殖、迁移和胶原代谢；3) 通过单细胞转录组测序技术揭示成纤维细胞在胶质瘢痕形成中的具体作用和分子机制。未来的研究需要进一步探索CD36在脊髓损伤后胶质瘢痕形成中的具体作用机制，以及如何通过调节CD36的表达或活性来改善脊髓损伤后的修复过程。

CD36在脊髓损伤后成纤维细胞功能中的具体作用是什么？

CD36在脊髓损伤后成纤维细胞功能中的具体作用可以从多个角度进行分析。首先，CD36是一种多功能的跨膜糖蛋白，它在多种生物学过程中发挥作用，包括脂质代谢、炎症反应和细胞吞噬等[17][19][21]。在脊髓损伤（SCI）的背景下，CD36的表达和功能尤为重要。

CD36在SCI后的成纤维细胞功能中可能扮演着关键角色。首先，CD36在SCI后会经历显著的下调[18]。这种下调可能与SCI后神经退行性变化和炎症反应的加剧有关。CD36的下调可能影响成纤维细胞的功能，包括它们对损伤环境的响应能力和修复能力。

此外，CD36通过其作为清道夫受体的功能，参与调节炎症反应和脂质代谢[17][19][22]。在SCI后，成纤维细胞可能需要通过CD36介导的途径来清除损伤区域的脂质和其他有害物质，从而促进组织修复和减少炎症。然而，CD36的下调可能削弱了这一过程，导致修复延迟和炎症加剧。

CD36还参与了细胞吞噬作用，这对于清除死亡细胞和促进组织修复至关重要[21]。在SCI后，成纤维细胞可能需要通过增强CD36介导的吞噬作用来清除受损的神经元和胶质细胞碎片，以促进神经再生和功能恢复。然而，CD36的下调可能限制了这一过程，影响了成纤维细胞的修复能力。

CD36在脊髓损伤后成纤维细胞功能中的具体作用可能包括调节脂质代谢、参与炎症反应和促进细胞吞噬。

单细胞转录组测序技术如何揭示CD36高表达对成纤维细胞和胶质瘢痕形成的影响？

单细胞转录组测序技术是一种强大的工具，能够揭示细胞内基因表达的复杂性和多样性。通过这种技术，科学家可以详细分析CD36在成纤维细胞和胶质瘢痕形成中的作用及其调控机制。

CD36是一种多功能的细胞表面糖蛋白，它在多种细胞类型中表达，包括单核细胞/巨噬细胞、血小板、某些微血管内皮细胞等[26][27][29]。CD36作为受体参与了多种生物学过程，如氧化低密度脂蛋白（OxLDL）的摄取、胶原蛋白和血小板蛋白的结合，以及凋亡细胞的吞噬[26][29][34]。这些功能对于炎症反应和动脉粥样硬化的发生发展至关重要。

在成纤维细胞和胶质瘢痕形成的研究中，单细胞转录组测序技术可以帮助我们理解CD36如何影响这些细胞的功能。例如，CD36通过与OxLDL的相互作用促进泡沫细胞的形成，这是动脉粥样硬化斑块中的一个关键事件[28][29][33]。此外，CD36还参与调节细胞粘附和迁移，这对于伤口愈合和组织修复过程中的胶质瘢痕形成也是必要的[27][32]。

通过单细胞转录组测序，我们可以获得关于CD36在不同细胞状态下的表达模式的详细信息。例如，研究可以揭示在成纤维细胞分化过程中CD36的表达变化，以及这些变化如何影响细胞的功能和行为[29][30]。此外，这种技术还可以帮助我们理解CD36与其他分子如TSP-1的相互作用是如何被炎症介质如白细胞介素-4和干扰素-γ调节的[32][33]。

总之，单细胞转录组测序技术提供了一种深入探索CD36在成纤维细胞和胶质瘢痕形成中作用的手段。

成纤维细胞分泌的细胞外基质蛋白在脊髓损伤后胶质瘢痕形成中扮演什么角色？

成纤维细胞分泌的细胞外基质蛋白在脊髓损伤后胶质瘢痕形成中扮演着重要的角色。脊髓损伤后，成纤维细胞活跃增殖并分泌Ⅰ型胶原等细胞外基质，形成纤维瘢痕，这些纤维瘢痕与胶质瘢痕一起在脊髓损伤早期可以防止炎症细胞向周边组织扩散和损伤面积的扩大，而在脊髓损伤晚期则成为致密理化屏障，阻碍神经组织的再生修复[36]。此外，转化生长因子β1（TGF-β1）是一类纤维化促进因子，在各组织成纤维细胞的活化、分化、增殖、凋亡等过程中发挥关键的调控作用，比如TGF-β1可促进成纤维的活化以及增加细胞外基质的产生[40]。

研究还发现，miR-21与TGF-β/SMADs信号通路交互作用影响脊髓损伤后纤维瘢痕形成。miR-21在心脏、肾、肺、肝、肿瘤和皮肤等组织的纤维化进展中发挥关键作用。在脊髓成纤维细胞中过表达的miR-21-5p可以促进TGF-1β1相关纤维化的进程，反之，敲除miR-21-5p后，TGF-β1相关纤维化进程被抑制[40]。这表明成纤维细胞分泌的细胞外基质蛋白在脊髓损伤后的胶质瘢痕形成中通过多种机制发挥作用，包括直接参与细胞外基质的构建和通过特定的分子通路调控纤维瘢痕的形成。

此外，姜黄素的研究表明，它能通过抗炎作用抑制胶质瘢痕细胞内成分GFAP表达，并通过抑制转录因子减少胶质瘢痕细胞外成分CSPG表达，联合抑制细胞内外成分是姜黄素发挥抑制胶质瘢痕形成的作用机制[41]。这进一步证实了成纤维细胞分泌的细胞外基质蛋白在脊髓损伤后胶质瘢痕形成中的重要作用。

肝细胞生长因子（HGF）如何调节成纤维细胞的胶原代谢和抑制纤维化？

肝细胞生长因子（HGF）通过多种机制调节成纤维细胞的胶原代谢和抑制纤维化。首先，HGF能够直接作用于成纤维细胞，通过其受体cMet，抑制转化生长因子β1（TGF-β1）的表达，从而减少胶原蛋白的合成和沉积[46]。此外，HGF还能通过激活基质金属蛋白酶（MMPs），特别是MMP-1，促进胶原蛋白的降解，进一步抑制纤维化[51]。

在具体机制上，HGF能够降低TGF-β1诱导的肌成纤维细胞的过度增殖和α-SMA蛋白的过度表达，这表明HGF可能通过影响细胞周期调控和细胞骨架重组来抑制纤维化[48][49]。此外，HGF还能通过ERK1/2信号通路发挥作用，这一途径在细胞增殖和分化中起着关键作用[48]。

在不同的组织环境中，HGF的作用也有所不同。例如，在肾脏纤维化模型中，HGF能够抑制TGF-β1的表达，并通过不同的机制阻断TGF-β1的信号转导，如稳定TGIF蛋白或阻止Smad复合物的核转移[50]。在心肌纤维化模型中，HGF通过激活胶原降解途径，重调MMP-1-TIMP-1平衡，逆转心肌纤维化[51]。

总之，HGF通过多种途径和机制调节成纤维细胞的功能，包括抑制TGF-β1的表达和活性，激活胶原降解途径，以及影响细胞增殖和分化。

如何通过调节CD36的表达或活性来改善脊髓损伤后的修复过程？

通过调节CD36的表达或活性来改善脊髓损伤后的修复过程，可以从以下几个方面进行考虑：

1. 上调CD36表达促进修复：根据证据[57]，Pioglitazone（PIO）通过上调CD36表达促进了周围神经的再髓鞘化。这表明通过上调CD36的表达，可能有助于脊髓损伤后的修复。因此，可以考虑使用类似PIO的药物或其他方法来上调CD36在脊髓损伤部位的表达，以促进神经组织的修复和再生。

2. 下调CD36表达减轻炎症反应：证据[58]显示，SS31这种抗氧化肽通过下调CD36表达，减轻了缺血性脑损伤。虽然这一研究是在脑损伤模型中进行的，但其结果提示，通过下调CD36表达可能有助于减轻脊髓损伤后的炎症反应，从而促进修复过程。因此，可以探索使用SS31或其他能够下调CD36表达的化合物来减轻脊髓损伤后的炎症反应。

3. 利用CD36介导的吞噬作用：证据[60]表明，远程缺血预处理（RIC）通过增加循环单核细胞中的CD36表达，促进了脑损伤后的吞噬作用，从而促进了功能恢复。这表明通过调节CD36介导的吞噬作用，可能有助于脊髓损伤后的修复。因此，可以考虑开发能够增强CD36介导的吞噬作用的治疗方法，以促进脊髓损伤后的组织修复和功能恢复。

4. 调节CD36相关信号通路：证据[62]显示，一氧化碳（CO）通过调节HO-1/CO途径影响CD36表面表达，从而减少了出血性损伤的严重程度。这表明通过调节与CD36相关的信号通路，如HO-1/CO途径，可能有助于改善脊髓损伤后的修复过程。因此，可以探索使用能够调节这些信号通路的治疗方法，以促进脊髓损伤后的修复。

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参考文献

1. 同济大学.基于成纤维细胞分化亚型的脊髓损伤分子病理机制研究[D].同济大学,2022.

2. 谢伟.敲减microRNA-21促进急性脊髓损伤后神经功能的修复[D].山东大学,2019.

3. 刘银平.创伤后瘢痕形成机制及治疗的研究[D].南方医科大学,2012.

4. 吉林大学.大鼠脊髓损伤后瘢痕切除影响运动功能恢复的机制研究[D].吉林大学,2023.

5. 1. 贵州医科大学2. 广州市红十字会医院.单细胞转录组测序技术在脊髓损伤研究中的应用[J].中国组织工程研究,2024.

6. 尹娜.胶质瘢痕对脊髓损伤修复的影响[J].淮北职业技术学院学报,2018.

7. 樊旭辉,杨波,胡祥等.脊髓损伤模型大鼠胶质细胞反应性增生的变化规律及意义[J].中国组织工程研究,2016.

8. 侯晓翔.抑制CD36通过调控小胶质细胞极化减轻创伤性脑损伤后的白质损伤[D].中国人民解放军海军军医大学,2022.

9. 宗委峰,喻志源,骆翔.脊髓胶质瘢痕的研究进展[J].神经损伤与功能重建,2021.

10. 李星,李佳音,肖志峰等.脊髓损伤后胶质瘢痕在神经再生过程中作用的探讨[J].中国修复重建外科杂志,2018.

11. 赵喜彬,杨松林.表皮干细胞用于瘢痕治疗的研究进展[J].组织工程与重建外科杂志,2009.

12. 崔颜宏,王穆彬,陈静等.纤维蛋白支架移植对大鼠脊髓损伤后神经再生和胶质瘢痕形成的影响[J].神经解剖学杂志,2009.

13. 冯智.HGF调节体外培养人增生性瘢痕成纤维细胞胶原代谢的实验研究[D].第三军医大学,2008.

14. 巩朝阳,刘开鑫,向高等.脊髓损伤后胶质瘢痕形成的研究进展[J].中国康复理论与实践,2018.

15. 林江凯,李露斯,冯华等.犬脊髓挫伤后胶质瘢痕形成模型的建立[J].中国临床康复,2006.

16. M. Balkaya, Il‐Doo Kim et al. “CD36 deficiency reduces chronic BBB dysfunction and scar formation and improves activity, hedonic and memory deficits in ischemic stroke.” Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism(2020).

17. M. Febbraio, D. Hajjar et al. “CD36: a class B scavenger receptor involved in angiogenesis, atherosclerosis, inflammation, and lipid metabolism..” The Journal of clinical investigation(2001).

18. Kathia Cordero-Cabán, Jennifer Licero-Campbell et al. “Expression and distribution of the scavenger receptor CD36 suggests important roles in the pathophysiology of spinal cord injury (729.3).” The FASEB Journal(2014).

19. M. Febbraio, N. Abumrad et al. “A Null Mutation in Murine CD36 Reveals an Important Role in Fatty Acid and Lipoprotein Metabolism*.” The Journal of Biological Chemistry(1999).

20. Diala E Harb, K. Bujold et al. “The role of the scavenger receptor CD36 in regulating mononuclear phagocyte trafficking to atherosclerotic lesions and vascular inflammation..” Cardiovascular research(2009).

21. Yingyu Ren, R. Silverstein et al. “CD36 gene transfer confers capacity for phagocytosis of cells undergoing apoptosis.” The Journal of Experimental Medicine(1995).

22. Zhen Zhao, M. Jiang. “Atherosclerosis:Role of the scavenger receptor CD36.” (2010).

23. Masaki Eto, H. Yoshikawa et al. “The role of CD36 in peripheral nerve remyelination after crush injury.” European Journal of Neuroscience(2003).

24. A. C. Nicholson, Jihong Han et al. “Role of CD36, the Macrophage Class B Scavenger Receptor, in Atherosclerosis.” Annals of the New York Academy of Sciences(2001).

25. L. Meroni, V. Giacomet et al. “Increased CD36 expression in vertically human immunodeficiency virus-infected children unrelated to antiretroviral therapy..” The Pediatric infectious disease journal(2005).

26. A. Armesilla, D. Calvo et al. “Structural and Functional Characterization of the Human CD36 Gene Promoter.” The Journal of Biological Chemistry(1996).

27. M. Janabi, S. Yamashita et al. “Reduced adhesion of monocyte-derived macrophages from CD36-deficient patients to type I collagen..” Biochemical and biophysical research communications(2001).

28. K. Matsumoto, K. Hirano et al. “Expression of macrophage (Mphi) scavenger receptor, CD36, in cultured human aortic smooth muscle cells in association with expression of peroxisome proliferator activated receptor-gamma, which regulates gain of Mphi-like phenotype in vitro, and its implication in atherogenesis..” Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology(2000).

29. H. Huh, Frieda Pearce et al. “Regulated expression of CD36 during monocyte-to-macrophage differentiation: potential role of CD36 in foam cell formation..” Blood(1996).

30. M. Alessio, L. De Monte et al. “Synthesis, Processing, and Intracellular Transport of CD36 during Monocytic Differentiation (*).” The Journal of Biological Chemistry(1996).

31. N. Tandon, U. Kralisz et al. “Identification of glycoprotein IV (CD36) as a primary receptor for platelet-collagen adhesion..” The Journal of biological chemistry(1989).

32. L. Yesner, H. Huh et al. “Regulation of monocyte CD36 and thrombospondin-1 expression by soluble mediators..” Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology(1996).

33. T. Nakagawa, S. Nozaki et al. “Oxidized LDL increases and interferon-gamma decreases expression of CD36 in human monocyte-derived macrophages..” Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology(1998).

34. J. Kuliczkowska-Płaksej, G. Bednarek-Tupikowska et al. “[Scavenger receptor CD36: its expression, regulation, and role in the pathogenesis of atherosclerosis. Part I]..” Postepy higieny i medycyny doswiadczalnej(2006).

35. H. Kashiwagi, Y. Tomiyama et al. “A single nucleotide insertion in codon 317 of the CD36 gene leads to CD36 deficiency..” Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology(1996).

36. 康娟娟.miR-124对大鼠脊髓损伤部位来源成纤维细胞增殖和Ⅰ型胶原表达的影响及机制研究[D].吉林大学,2020.

37. 李奕,谈玲,林巍巍等.改良的体外中枢神经系统损伤后胶质瘢痕模型的建立[J].解剖学报,2016.

38. 王清清,何自力,李嘉威等.bFGF通过抑制Nogo-A信号减少脊髓损伤后胶质瘢痕形成.中国生物工程学会第十届学术年会暨2016年全国生物技术大会论文集,2016.

39. 蒋猛,易成腊,白祥军.星形胶质细胞活化与脊髓损伤修复[J].国际骨科学杂志,2012.

40. 王文朝.miR-21与TGF-β/SMADs信号通路交互作用影响脊髓损伤后纤维瘢痕形成[D].山东大学,2018.

41. 袁继超.姜黄素抑制脊髓损伤后胶质瘢痕形成的机制及其对神经再生的影响[D].第三军医大学,2016.

42. 李子煜.脊髓损伤后PDGFRβ+细胞在纤维瘢痕形成中的作用和机制研究[D].安徽医科大学,2022.

43. 李司懿.胶质瘢痕中硫酸软骨素蛋白聚糖通过p38MAPK通路调控脑膜成纤维细胞的迁移[D].南方医科大学,2019.

44. 王新宏,曹汉岐,赵锦胜等.丝素蛋白支架对大鼠脊髓损伤后胶质瘢痕形成的影响[J].江苏医药,2015.

45. 谢举临,利天增,祁少海等.转化生长因子β1对瘢痕成纤维细胞合成细胞外基质的调节作用[J].解剖学杂志,2004.

46. 李明月,刘立忠,黄尚志等.肝细胞生长因子抑制MRC-5成纤维细胞所致的纤维化作用[J].基础医学与临床,2002.

47. 牟姗,张庆怡,倪兆慧,赵涵芳.肝细胞生长因子抑制高糖诱导肾间质成纤维细胞胶原合成和转化生长因子-β1的表达[J].肾脏病与透析肾移植杂志,2004.

48. 崔清波,郭晓辉,杨书龙等.HGF对TGF-β1诱导的α-SMA阳性肌腱成纤维细胞的影响[J].哈尔滨医科大学学报,2014.

49. 赵铮,李莉,赵艳等.HGF抑制TGF-β1诱导的肌腱成纤维细胞的增殖的研究[J].哈尔滨医科大学学报,2019.

50. 敖绪军,张璟.HGF抗肾脏纤维化机制的研究进展[J].国外医学(生理、病理科学与临床分册),2005.

51. 区彩文,陈国钦,张稳柱等.肝细胞生长因子激活胶原降解途径逆转心肌纤维化题录[J].中华生物医学工程杂志,2011.

52. 湛意.肝细胞生长因子（HGF）对系统性硬皮病皮肤成纤维细胞Ⅰ型胶原的影响及其机制的研究[D].中南大学,2008.

53. K. J. Miller, Deepa Thaloor et al. “Hepatocyte growth factor affects satellite cell activation and differentiation in regenerating skeletal muscle..” American journal of physiology. Cell physiology(2000).

54. 蔡燕飞,徐栋生,陈蕴等.融合蛋白HSA-HGF的体内抗肝纤维化活性[J].食品与生物技术学报,2019.

55. 刘恒兴,岳学强,王环震等.肝细胞生长因子对肝纤维化进程中肝细胞再生及α平滑肌肌动蛋白表达的影响[J].中国临床解剖学杂志,2009.

56. Jiao Li, Shuang Zhang et al. “Neuroprotective effects of leonurine against oxygen–glucose deprivation by targeting Cx36/CaMKII in PC12 cells.” PLoS ONE(2018).

57. Masaki Eto, H. Sumi et al. “Pioglitazone promotes peripheral nerve remyelination after crush injury through CD36 upregulation.” Journal of the Peripheral Nervous System(2008).

58. Sunghee Cho, H. Szeto et al. “A Novel Cell-permeable Antioxidant Peptide, SS31, Attenuates Ischemic Brain Injury by Down-regulating CD36*.” Journal of Biological Chemistry(2007).

59. L. Garcia-Bonilla, Gianfranco Racchumi et al. “Endothelial CD36 Contributes to Postischemic Brain Injury by Promoting Neutrophil Activation via CSF3.” The Journal of Neuroscience(2015).

60. Hyunwoo Ju, Il-doo Kim et al. “Remote ischemic conditioning attenuates transneuronal degeneration and promotes stroke recovery via CD36-mediated efferocytosis.” bioRxiv(2024).

61. Sunghee Cho, E. Park et al. “The Class B Scavenger Receptor CD36 Mediates Free Radical Production and Tissue Injury in Cerebral Ischemia.” The Journal of Neuroscience(2005).

62. S. Kaiser, L. Selzner et al. “Carbon monoxide controls microglial erythrophagocytosis by regulating CD36 surface expression to reduce the severity of hemorrhagic injury.” Glia(2020).

63. 覃巍,廉凯,郭青.单核细胞CD36表达与强直性脊柱炎[J].中国组织工程研究,2015.

64. 张燕萍.CD36和CPT-1在大鼠高位脊髓损伤急性期心肌细胞中的表达[D].福建医科大学,2019.

65. 周非非,张一龙,李舒扬等.SF-36量表用于国人脊髓型颈椎病的信度分析及其与神经功能的相关性研究[J].中国脊柱脊髓杂志,2020.