细菌转录翻译偶联机制研究

学术 2024-05-24 17:02 上海

摘

要

中心法则描述了遗传信息从DNA到RNA再到蛋白质的传递过程。转录过程是RNA聚合酶以DNA为模板合成信使RNA的过程，翻译过程是核糖体利用信使RNA合成蛋白质的过程。与真核生物不同，细菌和古菌没有细胞核膜的分隔，其转录过程和翻译过程在相同时间、相同位置上进行。其中，RNA聚合酶与核糖体相互协同，同步完成转录和翻译的现象被称为转录翻译偶联。转录翻译偶联是细菌和古菌的一种重要基因调控机制，能同时有效地调控转录过程和翻译过程，是细菌适应复杂环境的重要生物学基础。数十年来，大量的研究逐步揭示了细菌转录翻译偶联机制在细菌基因表达调控中的作用，一系列参与转录翻译偶联过程的调控因子也被鉴定发现。近期，基于不同偶联状态的转录翻译偶联复合体结构的突破性研究，首次系统地展示了在不同信使RNA间距下，转录翻译偶联过程的动态变化，为后续研究转录翻译偶联基因调控机制提供了理论基础。

作者｜张晶，王程远

中国科学院上海免疫与感染研究所

1970年，Miller等人通过电子显微镜，首次观察到大肠杆菌(Escherichia coli)中，同一信使RNA(message RNA, mRNA)链上存在的RNA聚合酶(RNA polymerase, RNAP)以及跟随其后的一连串核糖体(ribosome)^[1]。研究人员将与RNA聚合酶最接近的核糖体命名为前导核糖体(leading ribosome)，并发现在体内不同环境条件下，RNA聚合酶合成信使RNA的速度与前导核糖体翻译速度始终保持一致，于是将这种现象命名为转录翻译偶联(transcription-translation coupling)。后续研究进一步发现，这种特殊的转录翻译偶联具有重要的生物学意义：核糖体通过偶联作用推动在基因组上暂停(paused)或停止(arrested)的RNA聚合酶重新启动转录，使同在基因组上的复制过程不受RNA聚合酶的干扰，保证复制正常进行，维持基因组稳定性^[2-3]；核糖体和RNA聚合酶的转录翻译偶联，能阻止Rho因子识别rut序列，抑制Rho依赖型转录终止过程，防止转录过早终止(premature transcriptional termination)^[4]；转录翻译偶联还能保护转录产物mRNA不被内切核酸酶(RNase E)切割降解，提高蛋白表达效率^[5]。从细菌到古菌，转录翻译偶联机制有效地同时调控转录过程和翻译过程，使细菌和古菌能更快速响应外部环境变化，是决定其适应环境的关键机制。

1 基于转录翻译偶联的基因表达调控模式

细菌中的转录翻译偶联，使转录和翻译两个原本相对独立的体系相互协同，同时受两个过程不同的调控机制影响，构成更为复杂的调控网络，增加了细菌面对复杂环境的调节手段。比如RNA聚合酶的原本调控机制(转录暂停、固有终止、Rho依赖型转录终止机制等)在与核糖体发生转录翻译偶联之后，会构成更为复杂的基因表达调控机制，主要有以下几种模式(图1)。

图1 转录翻译偶联示意图：(a)转录中的RNA聚合酶，前导核糖体及后随核糖体模型；(b)转录翻译偶联与Rho因子依赖型转录终止、固有终止和转录暂停(mRNA发夹暂停和回溯暂停)协同调控基因表达模式

1.1 转录衰减(transcription attenuation)

RNA聚合酶在转录衰减区(如氨基酸合成操纵子区域)提前终止转录，抑制下游基因表达的现象被称为转录衰减。衰减调控是基于固有终止和核糖体暂停的双重调控结果。转录衰减最经典的模型包括色氨酸(tryptophan, Trp) ^[6^]和组氨酸(histidine, His) ^[7^]操纵子模型，这两个操纵子分别负责色氨酸和组氨酸合成酶的表达。以色氨酸操纵子为例：色氨酸合成酶的开放阅读框(open reading frame, ORF)上游存在一段特异性的先导序列，包括14个氨基酸(包含两个色氨酸)编码的前导肽(leader peptide)序列和3个RNA转录元件(element 1、2、3)序列。转录本mRNA上位于中间位置的RNA元件2可以选择性地与RNA元件3构成固有终止所需的茎环结构，或与RNA元件1构成另一种“抗终止”茎环结构。色氨酸浓度较低时，偶联的核糖体在翻译前导肽时停顿，发生“去偶联”现象，此时RNA元件1未进入核糖体入口通道，与RNA聚合酶新合成的RNA元件2优先形成稳定的茎环结构，抑制固有终止茎环结构的形成，允许RNA聚合酶完成整个操纵子的转录^[^6]，最终完成色氨酸合成酶基因转录表达。色氨酸浓度较高时，偶联的核糖体在翻译前导肽时不会在两个色氨酸密码子上暂停，RNA元件1进入核糖体入口通道，阻止了“抗终止”茎环结构形成，此时RNA元件2与RNA元件3形成固有终止茎环结构，在转录色氨酸合成酶开放阅读框之前完成RNA聚合酶转录终止。色氨酸操纵子转录衰减模式通过转录翻译偶联，利用核糖体来感知氨基酸的浓度，进而完成转录调控过程。

1.2 遗传极性(genetic polarity)

转录翻译偶联与Rho因子依赖型转录终止过程相互协作，导致下游基因差异表达的现象，被称为遗传极性。Rho因子具有5´→3´转移酶活性，能特异性识别结合富含胞嘧啶的RNA(Rho utilization site, rut site)序列，并沿着RNA移动，最终与RNA聚合酶相互作用，完成转录终止过程^[8-11]。

当核糖体与RNA聚合酶不处于转录翻译偶联状态时，转录新生成的mRNA将直接暴露在环境中，若生成的mRNA中具有rut位点序列，Rho因子能识别并结合rut位点，完成转录终止。当核糖体与RNA聚合酶处于转录翻译偶联状态，转录新生成的mRNA直接进入核糖体，避免了rut位点暴露，进而抑制了Rho因子依赖型转录终止^[12-14]。细菌通过调控核糖体与RNA聚合酶的转录翻译偶联，有效调控Rho因子依赖型转录终止过程，并最终调控了下游基因的表达。

1.3 抑制转录暂停

转录暂停(transcription pausing)可分为两种机制，mRNA发夹暂停(hairpin pauses)^{[7, 15-16]}和回溯暂停(backtracked pauses)^[17-18]。mRNA发夹暂停是一种持续时间较短的暂停，是细菌转录调控的重要机制，能为转录因子结合RNA聚合酶提供时间窗口^[15]，通常对基因组的稳定性影响较小。偶联的核糖体可以调控mRNA发夹暂停，在转录衰减部分已经做过描述。此外，近期研究发现结核分枝杆菌(Mycobacterium tuberculosis)转录组中存在大量的由转录暂停导致的不完整RNA片段，这些RNA仅覆盖基因上游200~500碱基(nt)范围，而活跃的核糖体会偶联暂停的RNA聚合酶，“推动”转录继续进行，从而生成完整的mRNA序列^[19]。

回溯暂停是一种持续时间较长的暂停。当RNA聚合酶添加了错误的rNTP，或遇到物理障碍时，RNA聚合酶沿着模板DNA向后移动，RNA的3´末端从催化位点被挤压到第二通道(secondary channel)，并发生回溯暂停。细菌复制过程会受到回溯暂停的RNA聚合酶影响，导致双链DNA断裂，从而影响基因组稳定性^[2]。

转录翻译偶联能有效抑制转录暂停。近期研究显示，在报告基因上游插入一个核糖体结合位点(ribosome bind site, RBS)，人为构造的转录翻译偶联，能使转录“通读”(run off)的比例从10% 增加到40%^[20-21]。2023年，Wee等人通过单分子荧光、高通量测序和冷冻电镜等方法证明，偶联的核糖体以降低转录的保真度为代价防止RNA聚合酶的暂停^[22]。抑制翻译过程会导致基因组范围内出现大量转录暂停，破坏复制过程，并影响基因组的完整性。

2 介导转录翻译偶联的重要调控因子

转录翻译偶联具有重要的生物学功能，是细菌和古菌基因表达调控的重要机制，因此其分子机制的研究一直是科研界的热点。近20年来，通过对偶联过程的研究，发现并鉴定了一系列参与转录翻译偶联过程的重要调控因子，极大地增加了人们对转录翻译偶联机制的理解，为进一步解析其分子机制提供了重要研究基础。根据目前已有的研究，主要有以下三种调控因子参与了转录翻译偶联过程。

2.1 (p)ppGpp信号分子

实现转录翻译偶联需要RNA聚合酶转录生成的mRNA正在被核糖体翻译，同时RNA聚合酶和核糖体维持空间位置接近。在细菌中，mRNA上的核糖体结合位点从RNA聚合酶出口通道暴露出来后，将立即被核糖体识别并开始翻译过程^[20]，因此满足RNA聚合酶转录生成的mRNA正在被核糖体翻译。维持核糖体和RNA聚合酶空间位置接近，则依赖于转录速度和翻译速度的同步。1971年，有文章报道大肠杆菌中乳糖操纵子lac的转录和翻译速度呈现一致的现象^[23^]。之后大量的实验进一步发现，不同的生长条件下大肠杆菌中转录的速度与翻译的速度始终匹配^{[6, 20]}。这种速度一致性主要依赖“报警”信号分子(p)ppGpp的调控。(p)ppGpp是一种重要的信号分子，能对细菌生理状态进行全局性调控。当翻译速度快于转录速度时，偶联的核糖体可以抑制RNA聚合酶的暂停，“推动”暂停或者停止的RNA聚合酶重新启动转录，使转录和翻译速度保持一致。而细胞内营养物质受限导致翻译速度慢于转录速度时，核糖体结合非氨酰基化的tRNA，并被RelA蛋白((p)ppGpp合成酶)检测，激活的RelA合成 (p)ppGpp，(p)ppGpp与RNA聚合酶β´和α亚基以及第二通道结合介导转录的变构调控^[24-26]，最终降低转录速度，保持与翻译速度一致。

2.2 NusG/RfaH转录调控因子

NusG/RfaH家族蛋白直接介导转录翻译偶联过程。NusG是唯一一个在所有生物中均普遍存在且保守的转录因子(其在古菌、酵母中被命名为Spt5，在哺乳动物细胞中被命名为DRB sensitivity-inducing factor, DSIF)。其蛋白具有两个保守结构域，分别为N端结构域(N-terminal domain, NTD)和含有特殊的KOW(Kyrpides-Ouzounis Woese)基序的C端结构域(C-terminal domain, CTD)，并由一段柔性氨基酸环相互连接^[27]。1992年，Gottesman团队在研究λ噬菌体N蛋白介导的抗转录终止机制时，首次发现转录延伸因子NusG和NusE蛋白(核糖体30S亚基S10蛋白)存在相互作用^[28]。2009—2010年，Landick团队和Burmann等人研究发现大肠杆菌NusG通过其N端结构域与RNA聚合酶相互作用^[29]，通过其C端结构域与核糖体S10蛋白^[13]或Rho因子结合^[29]。基于这些结论，他们提出NusG在转录中的调控模型：通过N端结构域与RNA聚合酶结合的NusG，使用其灵活接头(linker)连接的C端结构域绑定Rho因子促进转录终止；或通过结合S10蛋白，与NusB、NusA一同组装成一个多组分的抗终止复合物，对rRNA转录和噬菌体基因的有效转录执行抗终止作用；或结合核糖体30S亚基S10蛋白，发挥转录翻译偶联桥梁的功能。

RfaH是NusG的一种特殊旁系同源蛋白，通过C端结构域由全α螺旋构象到全β折叠构象的结构重新折叠，激活许多水平获得的位于较长操纵子中的基因表达，包括动植物病原体中毒力基因、黏附素、脂多糖和荚膜(capsule)生物合成酶、IV型分泌系统等^[27]。RfaH蛋白也具有由柔性接头连接的两个保守结构域，N端结构域与NusG的N端结构域非常相似，也可以结合RNA聚合酶β´亚基clamp helices并促进转录延伸；与NusG的C端结构域不同，RfaH的C端结构域折叠成一个全α螺旋构象结构，与N端结构域紧密结合，封闭N端结构域与RNA聚合酶结合界面，将RfaH蛋白质锁定在“抑制”状态。当转录的RNA聚合酶遇到位于非模板DNA链中的ops(operon polarity suppressor)位点并停顿时，RfaH的N端结构域与ops位点、RNA聚合酶相互作用，触发RfaH N端结构域与C端结构域分离，RfaH C端结构域将其蛋白折叠从全α螺旋构象转换为β折叠构象，从而“激活”RfaH。全β折叠构象的RfaH C端结构域与NusG C端结构域十分相似，并且可以与核糖体S10蛋白相互作用^[30-31]。

2.3 NusA转录因子

NusA是一个多结构域的转录因子，可以与RNA聚合酶、NusG、λ噬菌体N蛋白以及RNA结合。NusA N端结构域(NTD)与RNA聚合酶β亚基flap-tip螺旋 (FTH)和α1亚基C端结构域相互作用，结合于RNA出口通道附近，拓宽RNA出口通道，从而容纳RNA双链，NusA能够促进RNA出口通道内发夹结构的形成，稳定RNA聚合酶转录暂停。S1、KH1、KH2三个结构域，也被共称为SKK结构域，可以促进RNA折叠^[32]。C端具有两个酸性重复结构域(acidic repeats)AR1和AR2，AR1结构域与λ噬菌体N蛋白相互作用，AR2可以结合RNA聚合酶α1亚基C端结构域、NusG N端结构域^[33]，也可以和KH1结构域相互作用形成NusA“自抑制”构象^{[16, 34]}。

有关NusA的研究已经持续了40多年，但其具体调控机制还未被阐明。作为转录因子，NusA参与调控多个转录延伸和终止过程：①与NusG促进RNA聚合酶转录延伸过程相反，NusA延长暂停时间或引入新的暂停位点，使转录延伸过程减速^[35]；②作为Rho因子的拮抗剂(antagonist)，体外转录实验中NusA使Rho因子的终止位点后移^[36]；③NusA促进大肠杆菌和枯草芽孢杆菌(Bacillus subtilis)RNA聚合酶的固有终止^[34]；④在大肠杆菌转录rRNA或噬菌体基因时，NusA与其他几种Nus蛋白一同组装成抗终止复合物，N端结构域结合于RNA聚合酶出口通道附近，SKK结构域与新生RNA上的RNA元件结合，AR1结构域与噬菌体的N蛋白相互作用^[37]。2020年笔者等人^[38]解析的转录翻译偶联复合体结构显示，NusA同时连接RNA聚合酶和核糖体，与NusG一同介导转录翻译偶联(3.3章节详细描述)。

3 转录翻译偶联的结构研究及分子机制

随着冷冻电镜技术的不断发展，一系列基于不同偶联状态的转录翻译偶联复合体结构被成功解析(图2)。基于这些转录翻译偶联复合体结构，人们对转录翻译偶联的分子机制有了更清晰直观的理解，为完全解析转录翻译偶联的分子机制提供了重要的依据。根据转录翻译偶联复合体构象及介导转录翻译偶联的转录因子不同，可分为以下三类。

图2 转录翻译偶联复合体结构：(a)转录翻译偶联复合体A(TTC-A)结构；(b)NusG介导转录翻译偶联复合体B(NusG-TTC-B)结构；(c)NusA、NusG介导转录翻译偶联复合体B(NusA-NusG-TTC-B)结构

3.1 转录翻译偶联复合体A

2017年，Cramer实验室首次利用冷冻电镜的方法解析了大肠杆菌转录翻译偶联复合体7.6 Å(1 Å=10^-10 m)结构，并将此复合体命名为“Expressome”^[39]。结构显示：mRNA从RNA聚合酶出口通道经由30S亚基mRNA入口进入核糖体，并延伸至核糖体酶活性中心，与tRNA密码子识别位点碱基互补配对；核糖体S3、S4和S10蛋白分别与RNA聚合酶的β´ ZBD结构域、β flap结构域、α亚基相互作用。这是第一次通过结构生物学方法直接证实了大肠杆菌中核糖体与RNA聚合酶之间的相互作用。然而由于分辨率过低，无法获得转录翻译偶联过程更多的分子机制细节。

2020年，笔者等人^[38]通过精确确定核糖体与RNA聚合酶间隔mRNA长度，成功解析了大肠杆菌两种不同构象的转录翻译偶联复合体结构^[38]。结果显示，当核糖体与转录延伸复合体之间mRNA长度较短时(间距等于12、15、18、21、24 nt，4~8密码子长度)，复合体呈现转录翻译偶联复合体A(TTC-A)构象，与“Expressome”构象相同。mRNA间距长度的差异通过RNA聚合酶RNA出口通道附近mRNA堆叠来调节。与“Expressome”构象不同的是，笔者等人解析的复合体结构中存在NusG的N端结构域电子云，但缺失NusG C端结构域和柔性的接头。NusG N端结构域结合在RNA聚合酶β和β´亚基的预期结合位置^[40]。进一步分析发现，NusG N端结构域与核糖体S10蛋白的最短距离为160 Å，是NusG柔性接头长度的1.9倍，表明NusG无法同时连接TTC-A构象中的RNA聚合酶和核糖体。另一方面，即使在体系中不加入NusG，也能获得TTC-A复合体结构。因此，TTC-A复合体的形成不依赖NusG介导。根据TTC-A构象结构模拟发现，TTC-A构象无法兼容转录延伸、转录暂停、转录终止等RNA聚合酶活性状态以及核糖体翻译过程中的动态变化(如30S亚基头部(head)在添加氨基酸时发生转动(swivel)构象变化)，推测此构象可能是由于mRNA过短造成碰撞所形成的，因此命名为“Collision-ome”。

2024年，笔者等人进一步解析大肠杆菌RfaH介导的转录翻译偶联复合体结构^[41]，与NusG类似，同样也获得了TTC-A构象。结果显示当核糖体与转录延伸复合体之间mRNA长度较短时(间距等于21 nt，7 密码子长度)，呈现TTC-A构象。此构象与“Expressome”构象和包含NusG的TTC-A构象一致。RfaH的N端结构域与RNA聚合酶β´亚基clamp helices和β亚基结合，与NusG N端结构域在RNA聚合酶上的结合位置相同。此外，与RfaH-TEC(transcription elongation complex)复合体结构相似，RfaH与转录泡内非模板链的ops-site DNA相互作用^{[40, 42]}。RNA聚合酶与核糖体相互作用界面同时涉及核糖体30S亚基头部(head)和主体(body)，抑制核糖体30S亚基头部在翻译过程中添加氨基酸时发生转动，因此认为此构象中核糖体没有活性，或活性较低。

转录翻译偶联复合体TTC-A构象由于不需要调控因子介导，也被称为“factor-free”构象。2017年，Fan等人用生化实验和交联质谱的方法也验证了RNA聚合酶可以与核糖体直接相互作用^[43]。同年，Demo等人解析了RNA聚合酶和30S核糖体的复合体结构，结构显示RNA聚合酶主要与30S核糖体的S1和S2蛋白相互作用，而在TTC-A结构中，RNA聚合酶与70S核糖体的相互作用主要依赖于30S亚基的S3、S4和S10蛋白^[44]。这些差异可能是由于30S和70S核糖体分别执行翻译的起始和延伸阶段，导致转录翻译偶联复合体构象有所不同。

3.2 NusG/RfaH介导转录翻译偶联复合体B

研究表明，NusG的N端结构域能特异性地与RNA聚合酶β和β´亚基结合^[40]，NusG的C端KOW结构域能特异性地与核糖体30S亚基的S10蛋白结合^[13]。这些结果间接表明转录翻译偶联过程可能存在某种特殊构象，能满足NusG同时结合RNA聚合酶和核糖体。

2020年笔者等人^[38]通过不断延长核糖体与转录延伸复合体之间mRNA长度，最终在mRNA 间距长度大于24 nt (8密码子长度)时，获得了一种全新的构象——转录翻译偶联复合体B(TTC-B)构象。TTC-B构象与TTC-A构象存在明显差异：①相比TTC-A构象，TTC-B构象中RNA聚合酶相对于核糖体平移了约70 Å的距离，并旋转了约180°；②不同于TTC-A构象中mRNA从RNA聚合酶出口通道直接经由30S亚基mRNA入口进入核糖体，TTC-B中RNA聚合酶出口通道距离30S亚基mRNA入口约60 Å，由大约11 nt mRNA片段通过与核糖体S3蛋白和RNA聚合酶β´ ZBD相互作用连接；③在TTC-B中，RNA聚合酶与核糖体之间的相互作用界面变小，只保留了RNA聚合酶β´ ZBD与核糖体S3蛋白之间的相互作用；④在TTC-B中，NusG同时与RNA聚合酶、核糖体结合，此构象形成需要NusG介导。Weixlbaumer实验室在Science杂志发表的研究工作也获得了类似的结论^[45]。

与NusG介导的转录翻译偶联复合体类似，在核糖体与转录延伸复合体之间mRNA长度较长时，大肠杆菌RfaH介导的转录翻译偶联复合体结构，也呈现TTC-B构象。实验结果证明：①RfaH介导的TTC-B构象与NusG介导的TTC-B构象大致相同，但形成TTC-B构象所需的核糖体与转录延伸复合体之间mRNA最短长度由8个密码子长度变为7个密码子长度，这是因为RfaH两个结构域之间的接头短于NusG；②在RfaH介导的TTC-B中，RfaH N端结构域分别与RNA聚合酶以及转录泡内ops-site DNA相互作用，RfaH C端结构域与核糖体S10蛋白结合，此构象形成需要RfaH介导；③包含ops-site DNA(loading state)和不包含ops-site DNA(loaded state)的RfaH介导的TTC-B构象，除了RfaH与转录泡内ops-site DNA相互作用的差异以外，RNA聚合酶和核糖体构象基本一致，表明RfaH介导的转录翻译偶联在远离ops-site后，构象并未发生变化。

3.3 NusA、NusG/RfaH介导转录翻译偶联复合体B

转录因子NusA参与多个转录延伸和转录终止过程调控，并且NusA N端结构域与RNA聚合酶、NusG相互作用，但NusA是否参与转录翻译偶联过程，还不是很清楚。

2020年，笔者等人^[38]发现，mRNA间距较长的情况下，在包含NusG的转录翻译偶联复合体样品中加入NusA蛋白，能显著增加转录翻译偶联复合体的比例(偶联成功的颗粒占电镜收集的总颗粒的百分比)，并提高复合体结构中RNA聚合酶的分辨率。结构显示：NusA能与NusG介导的转录翻译偶联复合体(NusG-TTC-B)结合，进一步稳定NusG-TTC-B构象。NusA通过KH1结构域与核糖体S2和S5蛋白结合，与核糖体30S亚基表面进行广泛的相互作用，“固定”到核糖体30S亚基主体(body)部分。这也是首次观察到NusA与核糖体相互作用。RNA聚合酶的两个α亚基的C端结构域 (α-CTDI、α-CTDII) 和β亚基flap-tip helix (FTH)分别由柔性接头连接到主体部分，NusA蛋白AR1和AR2结构域之间也存在一段柔性接头，在NusA-NusG-TTC-B结构中，NusA蛋白AR2结构域与α-CTDI相互作用，NusA蛋白N端结构域与α-CTDII、β亚基FTH相互作用，这些柔性接头使NusA蛋白与RNA聚合酶的结合变得非常灵活。此前提到NusG中分别连接RNA聚合酶的N端结构域和连接S10蛋白的C端结构域，也是由一段柔性接头连接的。因此，NusG和NusA同时连接RNA聚合酶与核糖体，形成稳定且相对灵活的转录翻译偶联复合体，为转录调控因子的结合提供了不受限制的途径，实现了核糖体30S亚基头部转动的可能性，是转录和翻译两个动态过程保持功能活性的前提和基础。基于观察到的TTC-B构象与已知转录和翻译功能的兼容性，笔者提出NusG、NusA介导的转录翻译偶联TTC-B是大肠杆菌中转录翻译偶联的主要构象^[^38]。与NusA-NusG-TTC-B结构相似，在RfaH介导的TTC-B构象中，NusA也能与复合体结合，稳定TTC-B构象，NusA的结合位置与NusA-NusG-TTC-B结构一致。

上述工作通过解析不同mRNA间距的转录翻译偶联复合体结构，模拟体内偶联过程中可能出现的情况，系统地阐明了大肠杆菌转录翻译偶联这一动态过程的结构基础和分子机制，明确了调控因子NusG、NusA和RfaH在转录翻译偶联过程中的重要作用，为理解转录翻译偶联的分子机制提供了重要的依据。

4 展望

在转录翻译偶联现象发现至今的50多年里，对其生物学功能、相关调控因子及偶联分子机制进行了大量的研究，取得一系列重要的研究进展。然而关于转录翻译偶联过程，仍有很多问题未被阐明。

首先，转录翻译偶联复合体TTC-A和TTC-B的生物学意义并未明确。目前获得的TTC-A和TTC-B转录翻译偶联复合体构象是通过体外重新组装获得的，在组装过程中，核糖体均处于翻译起始阶段，因此并不能完整描述核糖体和RNA聚合酶在体内翻译和转录过程中的动态偶联机制。2020年发表在Science杂志上的一篇关于转录翻译偶联过程的文章报道了Rappsilber实验室利用原位冷冻断层扫描技术(in situ cryo-electron tomography)解析的肺炎支原体(Mycoplasma pneumoniae)转录翻译偶联复合体细胞原位结构^[46]。在该复合体结构中，肺炎支原体RNA聚合酶和核糖体通过NusA而非NusG介导相互结合，同时该复合体构象与大肠杆菌转录翻译偶联复合体TTC-A和TTC-B构象均不一样。进一步通过体内原位方法解析细菌转录翻译偶联复合体，将为回答上述问题提供重要研究证据。

其次，转录翻译偶联的普遍性及物种间差异性仍未明确。近年来，除了大肠杆菌，其他物种关于转录翻译偶联的研究也陆续被报道。2020年Nature杂志发表的文章表明，在枯草芽孢杆菌中，由于转录和翻译速率的不同，其转录翻译过程存在去偶联现象，最终形成了与革兰氏阴性菌差异较大的转录调控分子机制^[47]。另一方面，叶绿体是绿色植物和真核藻类特有的细胞器，在大约15亿年前由蓝藻内共生进化来的。在进化过程中，叶绿体仍保留着少数的遗传物质并拥有自身转录机器和翻译机器。叶绿体转录机器和翻译机器兼有原核特性和真核特性，是一种独特的混合系统。2022年上海师范大学余庆波课题组在Nucleic Acids Research杂志发表研究论文，报道发现了在植物拟南芥中NusG的同源蛋白AtNusG，可能参与介导了叶绿体中的转录翻译偶联^[48]。目前研究表明，细菌中NusG介导的转录翻译偶联机制在叶绿体进化过程中得以保留，但是叶绿体中RNA聚合酶与AtNusG相互作用的具体亚基已发生改变。AtNusG介导的转录翻译偶联促进叶绿体编码的一些光合基因的表达，从而确保了植物早期光合能力的快速建立以及对外界环境变化的响应。这些研究揭示了高等植物叶绿体基因表达调控的新机制。

这些在不同物种中关于转录翻译偶联有趣的发现，为我们揭示了转录翻译偶联更多的重要生物学功能。期待未来进一步的生化、微生物和结构研究，引领转录翻译偶联的研究领域进入新的篇章。

参考文献

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本文刊载于《自然杂志》2024年第2期

DOI：10.3969/j.issn.0253-9608.2024.02.003

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