植物miRNA的研究历程

文摘   2024-10-19 09:55   上海  
当地时间10月7日,2024年诺贝尔生理学或医学奖揭晓,美国科学家Victor Ambros和Gary Ruvkun凭借“发现miRNA及其在转录后基因调控中的作用”的开创性成果,共同获此殊荣。这一奖项不仅是对两位科学家卓越贡献的高度认可,也标志着miRNA研究领域跨入重要新阶段。
《分子植物》和《植物通讯》编辑部很荣幸邀请到浙江大学农业与生物技术学院的武亮教授团队就真核生物小RNA研究历程中的重大历史事件,尤其就模式植物拟南芥和作物水稻中的miRNA研究历程做了系统总结和回顾,以飨读者。

01

真核生物小RNA发现的历史重大事件

回溯至1990年,Napoli等在矮牵牛的研究中意外发现了一种共抑制(co-suppression)现象,即外源查尔酮合成酶基因的导入并未成功加深花色,反而导致花色变成白色或白紫色。这一发现暗示了某种基因沉默机制的存在1。1998年,Mello团队在线虫(C. elegans)中取得突破性进展,发现dsRNA(double strand RNA)能够引发更强的基因沉默效应,即RNAi机制2。这一发现深化了人们对基因表达沉默现象的理解,Craig Mello和Andrew Fire因此荣获2006年的诺贝尔生理学或医学奖。
1999年,Baulcombe团队在植物中首次发现dsRNA可以触发RNAi,通过将dsRNA加工成siRNA(small interfering RNA)并与酶结合形成复合物,识别并降解与其互补的mRNA,实现基因沉默,为植物RNAi机制的研究奠定了坚实的基础3。虽然David Baulcombe 因发现siRNA,与Victor Ambros和Gary Ruvkun一同获得了2008年的拉斯克奖,却两次与诺奖失之交臂,多少令人遗憾。
RNAi现象的发现,激发了人们寻找能够引起基因沉默的sRNA(small RNA)及其作用机制的热情。其实早在1993年,今年的两位诺贝尔生理学或医学奖得主Ambros和Ruvkun就在sRNA的探索中取得了突破。Ambros团队在C. elegans中首次发现lin-4并不编码蛋白质,而是产生了一段仅有22个核苷酸的sRNA4,即后来的miRNA。与此同时,Ruvkun团队揭示了lin-4通过3’UTR的多个元件调控lin-145,这进一步证明了lin-4在基因调控中的作用。1998年,Bohmert等鉴定到拟南芥ago1argonaute 1)突变体的发育异常现象,虽然彼时AGO1与sRNA调控的关联尚未可知,但这一发现无疑成为植物AGO-sRNA机制研究的开路石6。2000年,Reinhart等在C. elegans中发现了let-77,不仅进一步丰富了人们对miRNA的认识,而且发现了miRNA在跨物种间的保守性,暗示miRNA调控基因表达是生物界的普遍机制。此后,2006年,Lau等首次在大鼠生殖细胞中分离并命名了piRNA(piwi-interacting RNA)8,这一新类型sRNA的发现,进一步证明sRNA在真核生物不同类型细胞分化和增殖过程中发挥着重要调控作用。
总的来说,从线虫lin-4的发现到lin-4调控靶基因机制的揭示,再到let-7的发现,这一系列的突破性进展共同开启了miRNA研究的历史。因此,从RNAi机制的发现到miRNA功能和效应复合物的鉴定,科学家们一直在不断揭示生命起源和进化的奥秘。

真核生物小RNA发现历史大事件

02

拟南芥miRNA研究历史

拟南芥作为重要的模式植物,在真核生物miRNA机制解析和功能研究中做出了卓越贡献。2002年是植物miRNA研究的开局年。这一年,Llave等科学家在拟南芥中首次鉴定到了125个内源sRNA,这些不同类型的sRNA中就包括了miRNA9。这也是关于植物miRNA鉴定的最早研究。
早在1990年代,科学家们已经在拟南芥中发现了胚和胚珠发育缺陷的突变体,并随后分别将其命名为sus1sin110–13。之后,又有报道发现CAF1基因的突变会影响花器官增殖14。2002年,sRNA加工核心酶DCL1(Dicer Like 1)被鉴定,若DCL1对miRNA加工异常则会导致拟南芥出现各种发育缺陷15。在拟南芥的miRNA的生成过程中,DCL1酶通常负责将pri-miRNA经过两步切割,产生miRNA/miRNA*双链结构,通常miRNA*经历选择性降解,而miRNA保留并最终进入沉默复合体,发挥抑制靶标基因的作用。
2005年是植物miRNA研究极具意义的一年。Chen等发现拟南芥miRNA可以在其3’末端发生HEN1介导的甲基化修饰,这也很好解释了该实验室早在2002年就发现的hen1突变体出现各种发育异常以及miRNA积累发生缺陷的表型16,17,这一研究首次证明了真核生物sRNA碱基可以被化学修饰18,19。随后,Baumberger等发现AGO1作为RNA切割酶,阐述了其在miRNA介导基因沉默中发挥的关键作用20。Park等提出植物中miRNA在细胞核中加工,经HST运输至细胞质中发挥作用,这一论断至今仍具有一定的讨论度21
植物miRNA与靶标位点配对程度较高,以miR171为代表,早期研究认为植物miRNA主要以切割mRNA方式调控靶标基因22。然而,有意思的是,2004年Chen发现miR172并不影响其靶标花器官调控基因AP2 mRNA的积累,而抑制其蛋白翻译23。这项发表在Science上的重量级研究成果由陈雪梅教授以独立作者完成,被传为佳话。2008年,Brodersen等进一步确定抑制靶蛋白翻译是植物miRNA调控靶基因的一种普遍作用方式24。2013年,Li等通过放射性同位素追踪蛋白合成实验,不仅证实了miRNA抑制靶蛋白翻译的广泛性,还证明其主要发生在细胞内质网上25。其实,miRNA通过切割靶mRNA或抑制靶蛋白翻译不是独立存在的,不仅可以同时存在作用于靶标基因,而且在某些条件下两种方式还能发生转换26
关于miRNA加工机制的研究也备受关注。2012年,Manavella等发现miRNA加工复合体重要成员HYL1受到CPL磷酸酶的去磷酸化调节,因此影响成熟miRNA的加工效率27。2015年有一项有意思的发现,miRNA初级转录本(pri-miRNA)可以编码短肽,而这些编码的短肽会反馈调节miRNA的积累28。2018年,研究发现染色体重塑因子CHR2可以结合miRNA初级转录本,导致虽然miRNA前体表达水平增加,但是成熟miRNA的积累却被抑制29;另一方面,成熟miRNA也可以直接被核糖核酸外切酶SDN所降解30。2021年,Xie等人指出miRNA加工复合体的重要组分SE可以发生相分离来调控切割复合体的形成,进而影响miRNA的加工效率31
伴随miRNA调控机制的解析,拟南芥miRNA的生物学功能研究也一直在进行。2002年,Rhoades等预测到miR165与HD-Zip转录因子START结构域存在碱基互补配对关系,这为后续研究miRNA通过抑制靶标,调控不同生物学过程提供了重要启示32。TCP是植物中一类重要的转录因子,通过遗传筛选,Palatnik等在2003年报道miR319通过靶向TCP转录因子家族基因,调控拟南芥叶边缘的形态发育33。2004年,Kidner和Martienssen发现,AGO1作为miRNA效应复合物的关键蛋白,其突变会破坏miRNA对靶标基因的调控,从而造成植物发育缺陷,如miR165/166与靶标PHB/PHV转录因子编码基因的调控平衡一旦被打破,拟南芥叶片极性发育严重受阻34。这一发现为理解植物叶片发育的分子机制提供了新思路。
Ta-siRNA是植物特有的一类sRNA,由miRNA切割非编码RNA所形成。2005年,Allen等首先发现miR173和miR390能够触发不同位点产生ta-siRNAs,揭示了植物一种复杂的非编码基因调控网络35。同年,Wang等鉴定miR160为植物生长素信号途径的重要组分,其可以通过抑制ARF转录因子,参与拟南芥根冠细胞的形成36。2006年,多个miRNA的功能被进一步鉴定,如miR164参与调控叶片边缘锯齿形态37、miR167调控生长素信号38、miR168反馈调控AGO139、miR393调控生长素受体参与植物免疫反应40等。这些研究进一步丰富了人们对植物miRNA生物学功能的认识。
2008年,关于sRNA进入RNA沉默复合物分拣机制解析以及全基因组鉴定miRNA靶标基因方法的建立,将植物miRNA研究推向了新阶段。Mi等发现,sRNA进入不同的AGO蛋白主要是由其5’末端核苷酸决定的,如通常的miRNA 由U起始,所以进入AGO1发挥作用;而5’末端为A的miRNA,则主要进入AGO241。有意思的是,Montgomery等发现,miR390是一个例外,其5’末端虽以A起始,但并不主要进入AGO2,而是进入AGO7 发挥作用,这是由其特异触发产生TAS3 ta-siRNA造成的。miR390、TAS3 ta-siRNAs以及ARF靶标共同形成了一个自调节网络,精确调控拟南芥侧根的发育42。虽然关于miRNA靶标的研究很多,但究竟miRNA在植物体内可以调控多少个靶标一直存在疑惑。Addo-Quaye和German等分别开发了新的基于转录组的高通量测序方法,称为“降解组测序”,可以直接检测植物体内被miRNA切割的靶标基因,而无需依赖过表达等实验验证43,44,这一在全基因组水平鉴定miRNA靶标方法的建立,进一步推动了植物miRNA的功能研究。
miR156和miR172虽已被发现参与拟南芥多个生长发育性状的调控45,但其调控作用机制直到2009年才得以深入解析。Wang和Wu等分别证实了miR156是拟南芥生长时期转变的重要调控因子,通过对靶标SPL家族转录因子的精确调控,影响多个下游开花基因表达以及miR172的积累,精确控制开花时间46,47。miR156和miR172不仅是一年生植物年龄介导开花调控途径的重要因子,后来发现它们也是多年生植物春化路径的重要调控者48,49。miR164不仅调控叶片形态发育,2010年的研究发现,miR164还参与乙烯信号,通过靶标NAC家族转录因子成员ORE1,进而调控植物的衰老和程序性死亡50。同一年,Carlsbecker等阐述了miR165/166和靶标SHR、SCR转录因子介导的双向细胞信号传导,在控制木质部细胞命运中发挥了关键作用,该研究增加了人们对于植物miRNA作为协调不同组织和器官发育因子的认识51
2011年又是一个植物miRNA取得突破性成果的年份。Zhu等鉴定了AGO10的生物学功能,他们发现虽然AGO10与AGO1同源性较高, 但却对miRNA的调控功能发挥着近乎相反的效应。miR166/165特异性进入AGO10,AGO10即发挥锁扣作用,防止miR166/165进入AGO1 复合物,从而释放其对HD-ZIP III 靶标基因表达的抑制作用,调控叶片极性发育52。Zhang等人发现miR393与miR393*通过进入不同的AGO,调控不同的靶标,在免疫过程中发挥作用53,这一研究改变了人们对于miRNA*仅是miRNA加工副产物的认识,其在某种程度上同样可以发挥重要调控功能。
不仅在细胞质中,细胞外sRNA的研究也取得了重要进展。2018年,Cai等人指出植物sRNA通过细胞外囊泡转移到真菌细胞中,并沉默真菌病原体的基因,进行跨物种的信息传递54。随后,Baldrich等人的研究进一步表明拟南芥胞外存在包括miRNA、siRNA在内的多种sRNA55。其实,早在多年前,已有在人体血液中发现植物miRNA的报道56,因此植物miRNA在微生物和动物中的跨界运输及其生物学效应值得进一步关注。
随着miRNA在植物中的深入研究,人们逐渐认识到其可以作为一种抑制植物内源基因表达的工具。2006年,miRNA工具首先在拟南芥中得以开发,过表达人工miRNA,可以对内源基因表达实现特异性和高效性沉默57。拟南芥中存在一个非编码蛋白基因IPS1,其转录的RNA能与miR399通过序列互补的方式特异性结合,但由于miR399与IPS1靶标位点形成不完全互补的泡状结构,即miR399无法切割IPS1 RNA,从而抑制了miR399对其靶标PHO2基因mRNA的降解。基于这一发现,2007年Franco-Zorrilla等人提出了特定抑制miRNA活性的策略,即靶标模拟技术(target mimicry,MIM),通过设计并在植物中引入与IPS1相似的结构,就可抑制miRNA的活性,提高靶标基因的表达58。2012年,Yan等人在MIM的基础上开发了另一种抑制内源小RNA活性的方法,即短串联靶标模拟技术(Short tandem target mimicry,STTM),它通过将两个人工合成的短串联靶标模拟物串联起来,并在中间引入一段48-nt左右的特定核苷酸序列,达到对miRNA活性的更高效抑制,这为研究植物miRNA和其他sRNA的功能基因组提供了新助力59

拟南芥miRNA研究发现大事件

03

作物miRNA的研究历程

过去二十年,除了模式植物拟南芥以外,作物miRNA的研究也在同步进行。早在2004年,Wang等对水稻sRNA进行了挖掘60,共鉴定出20个水稻miRNA。2005年Sunkar等通过构建水稻地上部、根部及穗部组织的sRNA文库,鉴定出35个miRNA61。同年,Liu等在水稻中克隆并测序获得了66个候选miRNA,并阐述了DCL1在水稻miRNA加工过程中的关键作用62。2006年,Yang等发现外源生长素的施加会促进水稻细胞miR167的积累,导致其靶基因ARF8 mRNA水平下降63。2007年,Yao等通过构建小麦sRNA文库,首次大规模克隆和表征了小麦中的miRNA及其可能调控的靶基因64。2008年,Zhu等通过高通量测序方法,大规模鉴定了水稻籽粒中的miRNA65。2009年,Wu等发现水稻AGO1s是miRNA发挥功能的主要效应蛋白,同时通过降解组测序从全基因组水平鉴定了水稻miRNA的靶基因,这为后续开展水稻miRNA功能研究奠定了重要基础66。常见miRNA长度是21-nt,但水稻中也存在大量24-nt的长片段miRNA,Wu等将其命名为long miRNA(lmiRNA),并在2010年的研究中,发现其产生依赖于DCL3,并进入AGO4效应复合物中介导DNA甲基化,从而在转录水平调控靶标基因67。2011年,Jeong等通过大规模构建和分析水稻sRNA文库,鉴定了76个新的miRNA,并发现其中相当一部分响应干旱等不良环境的胁迫68
与此同时,关于作物miRNA的功能研究也在紧锣密鼓地开展。2007年,Chuck等通过正向遗传学,发现玉米持续幼年突变体Corngrass1的形成是由两个串联miR156过度表达引起的69。同年,该研究团队还发现玉米性别决定和干细胞命运受到miR172及其靶标AP2的调控70。2009年,Johnson等发现22-nt的miR2118与miR2275分别可以触发水稻幼穗中21-nt与24-nt phasiRNA的产生71。2010年,Miura和Jiao等通过独立的遗传研究发现,miR156-SPL14调控模块对于水稻穗分枝发育至关重要,因此miR156的靶标SPL14亦被称为理想株型基因(Ideal Plant Architecture 1,IPA1)72,73。2012年,Zhang等发现水稻miR168a可以进入哺乳动物体内,并抑制低密度脂蛋白受体基因LDLRAP1的表达,进一步证明了miRNA的跨界调控74。2013年,Zhang等发现过量表达miR397的转基因水稻,可以通过增加籽粒大小、促进穗分枝来提高产量75。2015年,Gao和Che等在独立的遗传研究中发现,miR396通过靶向GRF4调控水稻籽粒大小76,77,进一步暗示miRNA在水稻遗传改良具有重要潜在利用价值。
2017年至2019年,多篇研究阐述了单子叶植物特异miR528的生物学功能,即miR528通过靶标不同基因,参与了水稻病毒抗性、开花时间及花粉育性等多个生物学过程的调控78–81。2019年,Miao等发现miR156通过参与赤霉素途径调控,影响水稻种子休眠82。2021年,Wang等发现抑制miR168不仅可提高水稻产量和缩短水稻开花时间,而且还增强了对稻瘟病菌的免疫力83。同年,Qiao等解析了miR167a-ARF6-AUX3模块调控水稻籽粒长度与重量的分子机制84。2024年,Hong等通过同时超量表达三个铜相关miRNA,即miR397,miR408和miR528,获得了抗寒性与抗旱性均显著提高的水稻、玉米和小麦优异种质,表明miRNA作为重要基因资源,在作物育种改良中可以发挥重要应用价值85。随着植物miRNA功能研究的不断深入,未来miRNA在作物中的应用必将更加广泛,这将为作物生产和农业可持续发展带来更多可能性。

水稻miRNA重要研究历程

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植物miRNA研究展望

经科学家们的数载深耕,miRNA在植物生命中的重要调控作用已被广泛证实。鉴于miRNA调控机制的复杂性和应用领域的多样性,未来研究将不局限于“miRNA-靶标基因”的单向调控方面,多层次miRNA调控网络解析及其在作物利用价值的发掘正逐渐成为主要发展趋势。
从作物育种角度来看,针对作物机械化育苗困难、生长发育期旱涝和病虫害受灾、开花期高温热害和低温冷害频繁、收获期穗发芽严重等特定农艺性状改良目标,miRNA可能发挥更重要作用。构建以miRNA为核心的多靶基因精准调控网络,可实现对多个农艺性状的协同调控。目前利用miR156-IPA1优良等位基因变异,已经培育出高抗、高产的水稻新品系72。随着基因定点编辑技术和引导编辑技术的发展与完善,有望大大加速miRNA在复杂农艺性状改良上的推广使用。
棉铃虫取食表达miR24的烟草叶片后死亡率显著提高,二化螟取食表达靶向蜕皮激素受体miR14和csu-novel-260的水稻叶片后存活率显著降低86–88,这些研究揭示了miRNA作为生物农药防治害虫的潜能性。从开发农药角度出发,人们可以利用miRNA在环境中无毒、无残留的特性,开发出高效、环保的RNA生物农药,以期减少传统农药造成的环境污染和生态破坏,加速我国进入精准农业和绿色农业的步伐。
金银花中的miR2911可以靶向并抑制甲型流感病毒的多个基因,西兰花中高表达miR159具有潜在抗癌效果89,90,这些初步病理学研究暗示植物miRNA还可以作为药物进行递送。中药材中普遍存在miRNA,其是否是造成其药效的关键因素值得进一步研究。它们在熬制加工过程中都保持相对稳定的化学结构,以该角度为研究方向,人们将来或许可以通过改造食用植物或生物合成RNA分子,通过食用进行基因治疗,发挥miRNA的药用潜力。
总之,目前关于miRNA的生物合成及其作用机制的研究已颇为丰富,其在诸多领域的应用价值也日益显现,这预示着miRNA探索之路虽漫长但充满希望。miRNA的跨界调控特性,不仅为其开辟了新的研究维度,也为转基因技术的革新带来了挑战与反思。因此,在未来研究中,我们需要不断扩大对miRNA生物学功能的认知,挖掘其更广泛的应用潜力,旨在为生物育种、生物农药以及药剂开发等领域注入更多技术革新。

注:由于篇幅限制,miRNA研究事件众多,写作难免有疏漏之处,敬请谅解。

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参考文献

1.Napoli, C. & Jorgensen, R. Introduction of a chimeric chalcone synthase gene into petunia results in reversible co-suppression of homologous genes in trans. Plant Cell 2, 279–289 (1990).

2.Fire, A. et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature 391, 806–811 (1998).

3.Baulcombe, D. C. Gene silencing: RNA makes RNA makes no protein. Curr. Biol 9, R599–R601 (1999).

4.Lee, R. C., Feinbaum, R. L. & Ambros, V. The C. elegans heterochronic gene lin-4 encodes small RNAs with antisense complementarity to lin-14. Cell 75, 843–854 (1993).

5.Wightman, B., Ha, I. & Ruvkun, G. Posttranscriptional regulation of the heterochronic gene lin-14 by lin-4 mediates temporal pattern formation in C. elegans. Cell 75, 855–862 (1993).

6.Bohmert, K. AGO1 defines a novel locus of Arabidopsis controlling leaf development. EMBO J 17, 170–180 (1998).

7.Reinhart, B. J. et al. The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans. Nature 403, 901–906 (2000).

8.Lau, N. C. et al. Characterization of the piRNA Complex from Rat Testes. Science 313, 363–367 (2006).

9.Llave, C., Kasschau, K., Rector, M. & Carrington, J. Endogenous and silencing-associated small RNAs in plants. Plant Cell 14, 1605–1619 (2002).

10.Errampalli, D. et al. Embryonic Lethals and T-DNA Insertional Mutagenesis in Arabidopsis. Plant Cell 3, 149–157 (1991).

11.Castle, L. A. et al. Genetic and molecular characterization of embryonic mutants identified following seed transformation in Arabidopsis. Mol Genet Genomics 241, 504–514 (1993).

12.Franzmann, L. H., Yoon, E. S. & Meinke, D. W. Saturating the genetic map of Arabidopsis thaliana with embryonic mutations. Plant J 7, 341–350 (1995).

13.Schwartz, B. W., Yeung, E. C. & Meinke, D. W. Disruption of morphogenesis and transformation of the suspensor in abnormal suspensor mutants of Arabidopsis. Development 120, 3235–3245 (1994).

14.Jacobsen, S. E., Running, M. P. & Meyerowitz, E. M. Disruption of an RNA helicase/RNAse III gene in Arabidopsis causes unregulated cell division in floral meristems. Development 126, 5231–5243 (1999).

15.Schauer, E., Jacobsen, E., Meinke, W. & Ray, A. DICER-LIKE1: blind men and elephants in Arabidopsis development. Trends Plant Sci 7, 487–491 (2002).

16.Chen, X., Liu, J., Cheng, Y. & Jia, D. HEN1 functions plelotropically in Arabidopsis development and acts in C function in the flower. Development 129, 1085–1094 (2002).

17.Park, W., Li, J., Song, R., Messing, J. & Chen, X. CARPEL FACTORY, a Dicer homolog, and HEN1, a novel protein, act in microRNA metabolism in Arabidopsis thaliana. Curr. Biol 12, 1484–1495 (2002).

18.Chen, X. microRNA biogenesis and function in plants. FEBS Letters 579, 5923–5931 (2005).

19.Li, J., Yang, Z., Yu, B., Liu, J. & Chen, X. Methylation Protects miRNAs and siRNAs from a 3′-End Uridylation Activity in Arabidopsis. Curr. Biol 15, 1501 (2005).

20.Baumberger, N. & Baulcombe, D. Arabidopsis ARGONAUTE1 is an RNA Slicer that selectively recruits rnicroRNAs and short interfering RNAs. PNAS 102, 11928–11933 (2005).

21.Park, M. Y., Wu, G., Gonzalez-Sulser, A., Vaucheret, H. & Poethig, R. S. Nuclear processing and export of microRNAs in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci U S A 102, 3691–3696 (2005).

22.Llave, C., Xie, Z., Kasschau, K. & Carrington, J. Cleavage of Scarecrow-like mRNA targets directed by a class of Arabidopsis miRNA. Science 297, 2053–2056 (2002).

23.Chen, X. A microRNA as a translational repressor of APETALA2 in Arabidopsis flower development. Science 303, 2022–2025 (2004).

24.Brodersen, P. et al. Widespread translational inhibition by plant miRNAs and siRNAs. Science 320, 1185–1190 (2008).

25.Li, S. et al. MicroRNAs Inhibit the Translation of Target mRNAs on the Endoplasmic Reticulum in Arabidopsis. Cell 153, 562–574 (2013).

26.Rong, F. et al. Switching action modes of miR408-5p mediates auxin signaling in rice. Nature Communications 15, 2525 (2024).

27.Manavella, P. A. et al. Fast-Forward Genetics Identifies Plant CPL Phosphatases as Regulators of miRNA Processing Factor HYL1. Cell 151, 859–870 (2012).

28.Lauressergues, D. et al. Primary transcripts of microRNAs encode regulatory peptidesPrimary transcripts of microRNAs encode regulatory peptides. Nature 520, 90-U205 (2015).

29.Wang, Z. et al. SWI2/SNF2 ATPase CHR2 remodels pri-miRNAs via Serrate to impede miRNA production. Nature 557, 516+ (2018).

30.Ramachandran, V. & Chen, X. Degradation of microRNAs by a family of exoribonucleases in Arabidopsis. Science 321, 1490–1492 (2008).

31.Xie, D. et al. Phase separation of SERRATE drives dicing body assembly and promotes miRNA processing in Arabidopsis. Nat. Cell Biol 23, (2021).

32.Rhoades, M. et al. Prediction of plant microRNA targets. Cell 110, 513–520 (2002).

33.Palatnik, J. et al. Control of leaf morphogenesis by microRNAs. Nature 425, 257–263 (2003).

34.Kidner, C. & Martienssen, R. Spatially restricted microRNA directs leaf polarity through ARGONAUTE1. Nature 428, 81–84 (2004).

35.Allen, E., Xie, Z., Gustafson, A. & Carrington, J. microRNA-directed phasing during trans-acting siRNA biogenesis in plants. Cell 121, 207–221 (2005).

36.Wang, J. et al. Control of root cap formation by microRNA-targeted auxin response factors in Arabidopsis. Plant Cell 17, 2204–2216 (2005).

37.Nikovics, K. et al. The balance between the MIR164A and CUC2 genes controls leaf margin serration in Arabidopsis. Plant Cell 18, 2929–2945 (2006).

38.Ru, P., Xu, L., Ma, H. & Huang, H. Plant fertility defects induced by the enhanced expression of microRNA167. Cell Res 16, 457–465 (2006).

39.Vaucheret, H., Mallory, A. & Bartel, D. AGO1 homeostasis entails coexpression of MIR168 and AGO1 and preferential stabilization of miR168 by AGO1. Mol. Cell 22, 129–136 (2006).

40.Navarro, L. et al. A Plant miRNA Contributes to Antibacterial Resistance by Repressing Auxin Signaling. Science 312, 436–439 (2006).

41.Mi, S. et al. Sorting of small RNAs into Arabidopsis argonaute complexes is directed by the 5′ terminal nucleotide. Cell 133, 116–127 (2008).

42.Montgomery, T. A. et al. Specificity of ARGONAUTE7-miR390 interaction and dual functionality in TAS3 trans-acting siRNA formation. Cell 133, 128–141 (2008).

43.Addo-Quaye, C., Eshoo, T. W., Bartel, D. P. & Axtell, M. J. Endogenous siRNA and miRNA targets identified by sequencing of the Arabidopsis degradome. Curr. Biol 18, 758–762 (2008).

44.German, M. A. et al. Global identification of microRNA-target RNA pairs by parallel analysis of RNA ends. Nat. Biotechnol 26, 941–946 (2008).

45.Wu, G. & Poethig, R. S. Temporal regulation of shoot development in Arabidopsis thaliana by miR156 and its target SPL3. Development 133, 3539–3547 (2006).

46.Wang, J.-W., Czech, B. & Weigel, D. miR156-Regulated SPL Transcription Factors Define an Endogenous Flowering Pathway in Arabidopsis thaliana. Cell 138, 738–749 (2009).

47.Wu, G. et al. The Sequential Action of miR156 and miR172 Regulates Developmental Timing in Arabidopsis. Cell 138, 750–759 (2009).

48.Zhou, C.-M. et al. Molecular Basis of Age-Dependent Vernalization in Cardamine flexuosa. Science 340, 1097–1100 (2013).

49.Bergonzi, S. et al. Mechanisms of Age-Dependent Response to Winter Temperature in Perennial Flowering of Arabis alpina. Science 340, 1094–1097 (2013).

50.Kim, J. H. et al. Trifurcate Feed-Forward Regulation of Age-Dependent Cell Death Involving miR164 in Arabidopsis. SCIENCE 323, 1053–1057 (2009).

51.Carlsbecker, A. et al. Cell signalling by microRNA165/6 directs gene dose-dependent root cell fate. Nature 465, 316–321 (2010).

52.Zhu, H. et al. Arabidopsis Argonaute10 Specifically Sequesters miR166/165 to Regulate Shoot Apical Meristem Development. Cell 145, 242–256 (2011).

53.Zhang, X. et al. Arabidopsis Argonaute 2 Regulates Innate Immunity via miRNA393*-Mediated Silencing of a Golgi-Localized SNARE Gene, MEMB12. Mol. Cell 42, 356–366 (2011).

54.Cai, Q. et al. Plants send small RNAs in extracellular vesicles to fungal pathogen to silence virulence genes. Science 360, 1126–1129 (2018).

55.Baldrich, P. et al. Plant Extracellular Vesicles Contain Diverse Small RNA Species and Are Enriched in 10-to 17-Nucleotide “Tiny” RNAs. Plant Cell 31, 315–324 (2019).

56.Chen, X. et al. Characterization of microRNAs in serum: a novel class of biomarkers for diagnosis of cancer and other diseases. Cell Research 18, 997–1006 (2008).

57.Schwab, R., Ossowski, S., Riester, M., Warthmann, N. & Weigel, D. Highly specific gene silencing by artificial microRNAs in Arabidopsis. Plant Cell 18, 1121–1133 (2006).

58.Franco-Zorrilla, J. M. et al. Target mimicry provides a new mechanism for regulation of microRNA activity. Nat. Genet 39, 1033–1037 (2007).

59.Yan, J. et al. Effective Small RNA Destruction by the Expression of a Short Tandem Target Mimic in Arabidopsis. Plant Cell 24, 415–427 (2012).

60.Wang, J.-F., Zhou, H., Chen, Y.-Q., Luo, Q.-J. & Qu, L.-H. Identification of 20 microRNAs from Oryza sativa. Nucleic Acids Res 32, 1688–1695 (2004).

61.Sunkar, R., Girke, T., Jain, P. K. & Zhu, J.-K. Cloning and characterization of microRNAs from rice. Plant Cell 17, 1397–1411 (2005).

62.Liu, B. et al. Loss of function of OsDCL1 affects microRNA accumulation and causes developmental defects in rice. Plant Physiol 139, 296–305 (2005).

63.Yang, J. H., Han, S. J., Yoon, E. K. & Lee, W. S. Evidence of an auxin signal pathway, microRNA167-ARF8-GH3, and its response to exogenous auxin in cultured rice cells. Nucleic Acids Res 34, 1892–1899 (2006).

64.Yao, Y. et al. Cloning and characterization of microRNAs from wheat (Triticum aestivum L.). Genome Biol 8, 1–13 (2007).

65.Zhu, Q.-H. et al. A diverse set of microRNAs and microRNA-like small RNAs in developing rice grains. Genome Res 18, 1456–1465 (2008).

66.Wu, L. et al. Rice microRNA effector complexes and targets. Plant Cell 21, 3421–3435 (2009).

67.Wu, L. et al. DNA methylation mediated by a microRNA pathway. Mol. Cell 38, 465–475 (2010).

68.Jeong, D.-H. et al. Massive analysis of rice small RNAs: mechanistic implications of regulated microRNAs and variants for differential target RNA cleavage. Plant Cell 23, 4185–4207 (2011).

69.Chuck, G., Cigan, A. M., Saeteurn, K. & Hake, S. The heterochronic maize mutant Corngrass1 results from overexpression of a tandem microRNA. Nature genetics 39, 544–549 (2007).

70.Chuck, G., Meeley, R., Irish, E., Sakai, H. & Hake, S. The maize tasselseed4 microRNA controls sex determination and meristem cell fate by targeting Tasselseed6/indeterminate spikelet1. Nat. Genet 39, 1517–1521 (2007).

71.Johnson, C. et al. Clusters and superclusters of phased small RNAs in the developing inflorescence of rice. Genome Res 19, 1429–1440 (2009).

72.Jiao, Y. et al. Regulation of OsSPL14 by OsmiR156 defines ideal plant architecture in rice. Nat. Genet 42, 541–544 (2010).

73.Miura, K. et al. OsSPL14 promotes panicle branching and higher grain productivity in rice. Nat. Genet 42, 545–549 (2010).

74.Zhang, L. et al. Exogenous plant MIR168a specifically targets mammalian LDLRAP1: evidence of cross-kingdom regulation by microRNA. Cell Res 22, 107–126 (2012).

75.Zhang, Y.-C. et al. Overexpression of microRNA OsmiR397 improves rice yield by increasing grain size and promoting panicle branching. Nat. Biotechnol 31, 848 (2013).

76.Che, R. et al. Control of grain size and rice yield by GL2-mediated brassinosteroid responses. Nat. Plants 2, 15195 (2015).

77.Gao, F. et al. Blocking miR396 increases rice yield by shaping inflorescence architecture. Nat. Plants 2, 1–9 (2015).

78.Wu, J. et al. ROS accumulation and antiviral defence control by microRNA528 in rice. Nat. Plants 3, 1–7 (2017).

79.Yang, R. et al. Fine-tuning of MiR528 accumulation modulates flowering time in rice. Mol. Plant 12, 1103–1113 (2019).

80.Yao, S. et al. Transcriptional regulation of miR528 by OsSPL9 orchestrates antiviral response in rice. Mol. Plant 12, 1114–1122 (2019).

81.Zhang, Y.-C. et al. OsmiR528 regulates rice-pollen intine formation by targeting an uclacyanin to influence flavonoid metabolism. PNAS 117, 727–732 (2020).

82.Miao, C. et al. The grain yield modulator miR156 regulates seed dormancy through the gibberellin pathway in rice. Nat. Commun 10, 3822 (2019).

83.Wang, H. et al. Suppression of rice miR168 improves yield, flowering time and immunity. Nat. Plants 7, 129–136 (2021).

84.Qiao, J. et al. A novel miR167a-OsARF6-OsAUX3 module regulates grain length and weight in rice. Mol. Plant 14, 1683–1698 (2021).

85.Hong, Z. et al. Bioengineering for robust tolerance against cold and drought stresses via co-overexpressing three Cu-miRNAs in major food crops. Cell Res 43, (2024).

86.Agrawal, N., Sachdev, B., Rodrigues, J., Sree, K. S. & Bhatnagar, R. K. Development associated profiling of chitinase and microRNA of Helicoverpa armigera identified chitinase repressive microRNA. Sci Rep 3, 2292 (2013).

87.He, K. et al. Transgenic microRNA-14 rice shows high resistance to rice stem borer. Plant Biotechnol. J 17, 461–471 (2019).

88.Zheng, X. et al. Transgenic rice overexpressing insect endogenous microRNA csu-novel-260 is resistant to striped stem borer under field conditions. Plant Biotechnol J 19, 421–423 (2021).

89.Chin, A. R. et al. Cross-kingdom inhibition of breast cancer growth by plant miR159. Cell Res 26, 217–228 (2016).

90.Zhou, Z. et al. Honeysuckle-encoded atypical microRNA2911 directly targets influenza A viruses. Cell Res 25, 39–49 (2015).



作者简介:



武亮,浙江大学长聘正教授,长期从事作物非编码RNA功能和开花期调控机制研究,曾主持国家自然科学基金重大研究计划、国家自然基金面上项目、浙江省杰出青年基金、浙江省自然基金重点等科研项目,培养了包括浙江省杰出青年基金获得者和博新计划入选者等多名优秀青年科技人才。感谢武亮教授团队的老师同学(拼音排序)罗晗之沈雨欣谭景艾王志昂毋霞巫欣烨张蓝天参与了此推文的构思和写作。

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