导言
在两周前的文章《一文读懂Western blot易错点：科研实践中的关键解决方案》中，我们详细梳理了WB实验常见易错点和相应解决方案。本次，我们来讲琼脂糖凝胶电泳。
本文将详细介绍琼脂糖的溶解及凝胶制备、凝胶浓度的选择、样品上样、电泳条件以及电泳时间的控制等关键操作要点。同时，针对电泳过程中常见的问题，我们也提供了相应的解决方案。通过掌握这些要点和注意事项，可以有效提高实验的成功率，减少实验失败的风险。希望这篇文章能为您的实验提供实用的参考和指导。
（本期文章内容来自以下同学的提问，如果大家有其他问题欢迎写在评论区。）
注意事项和易错点
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常见问题分析
2.条带过宽或模糊
样品加样过多，导致条带过宽或模糊。
使用加样器或10μL移液枪精准加样，控制样品加样量在适当范围内。
电泳时间过长，样品在凝胶中扩散，导致条带模糊。
优化电泳时间，根据样品和凝胶的特性调整电泳时长，避免过度电泳。
样品与凝胶的相互作用不良，可能是缓冲液不匹配或样品处理不当。
确保使用合适的电泳缓冲液，样品处理前进行适当的预处理（如去除蛋白质或其他干扰物）。
3.无条带或条带过弱
样品中的DNA浓度过低，导致电泳后无法检测到明显条带。
提高样品的DNA浓度，确保足够的DNA量进行电泳。可以通过增加样品体积或进行PCR扩增来解决。
电泳时间太短，DNA分子没有足够的时间迁移，导致无法形成清晰条带。
延长电泳时间，使DNA分子充分迁移至凝胶中适当位置。
凝胶在染色过程中未充分染色，导致条带不明显或无法观察。
增加染色时间或提高染料浓度，确保凝胶中的DNA条带充分显现。
制备凝胶时引入了杂质，导致背景染色。
使用高纯度的琼脂糖和缓冲液，确保制备过程中无杂质污染。
电泳缓冲液长期使用或被污染，导致背景染色增加。
定期更换电泳缓冲液，使用新鲜且无污染的缓冲液。
电泳缓冲液浓度过高，导致电导率增加，从而电流过高。
重新配制缓冲液，确保浓度准确，使用推荐的缓冲液浓度。
泳槽中缓冲液体积不足，导致电流集中在较小的体积内，从而电流过高。
确保电泳槽中的缓冲液体积足够，完全覆盖凝胶并达到推荐的液位。
电泳时电压设置过高，直接导致电流增加。
根据实验需要调整电压，使用推荐的电压范围进行电泳。
配制凝胶时琼脂糖浓度不正确，可能过低，导致凝胶无法凝固。
确保按推荐比例配制琼脂糖溶液，通常使用0.5%到2%的浓度范围，具体根据实验需求调整。
加热琼脂糖溶液时温度不够或时间不足，导致琼脂糖未完全溶解。
加热琼脂糖溶液至沸腾并持续搅拌，确保琼脂糖完全溶解，然后快速冷却至适当温度后倒模。
