![]()
血清分离胶是一种疏水性的有机化合物。早期的分离胶是往硅油中加入硅石粉，再调整比重而制成。1973年美国PECTON公司以硅油和硅石为原料树成凝胶并装入玻璃试管中投放市场。1982年日本积水化学工业及其同行用塑料试管代替玻璃试管实现商品化[1]。中科院大连化物所和大连市临床检验中心在国内首次研制出国产血清分离胶，1997年通过大连市科委鉴定并获得国家专利和国际专利主分类[2]。 当今血液标本的采取用真空采血管系列已成为主流，分析仪的自动系列集约化或条型码的运用，增加了系列化项目直接上机检测量。临床化验广泛应用自动化分析仪，提高了测定值的精密度和准确度，但是，由于过去采血后血液自然凝固，血液从离心到测定放置时间长，影响了全自动分析仪的多种功能充分发挥。为了迅速推进检测技术的快速化，往采血管中添加分离胶、促凝剂缩短了血液凝固时间。血浆分离胶抗凝采血管的应用，为急诊干化学分析仪提供了更快速的检测标本并在最短时间报告结果。采取血液标本是临床检验初级阶段重要质量控制，同时也提供了高品质的生化学、免疫学检测标本。血清分离胶促凝采血管的应用，减少了血清杯及塑料试管的用量，也减少了多种多样交叉感染机会，从而保护了室内外环境。真空采血试管系列的应用，规范了检验科采血技术，提高了检测标本的质量，方便了就诊患者。但是，分离胶促凝采血管、分离胶抗凝采血管在临床实践应用中，出现了涉及分离胶、促凝剂及各种添加剂的基础理论、采血管的质量要求、使用方法及值得注意的有关问题。必须从基础理论上去理解才能解决实践中出现的问题。现就分离胶促凝和抗凝真空采血管的基础理论及临床应用讨论如下[2]。
血清分离胶由疏水有机化合物和硅石粉组成，是具有触变性的黏液胶体，其结构中含有大量氢键，由于氢键的缔合作用形成网状结构，在离心力的作用下网状结构被破坏变为黏度低的流体，当离心力消失之后又重新形成网状结构，这种性质被称为触变性(thixotropy)。即在温度不变的情况下，对这种黏液胶体加一定的机械力，可从高黏度的凝胶状态变为低黏度的溶胶状态，如果机械力消失又恢复原高黏度的凝胶状态。由机械力作用产生的凝胶和溶胶的互变现象首先由Freundlich和Petrifi命名。
为什么由于机械力的作用会产生凝胶与溶胶的互变现象呢?触变性是因为分离胶的结构内部含有大量氢键网状结构之故。具体地说，氢键不仅形成单一的共价键，在一定条件下它还与其他负电荷的分子间形成一个弱键(如图1-B)称为氢键。在常温下氢键比较容易被切断引起再结合。硅石表面具有硅羟基(SiOH)，形成SiO分子凝聚体(初级粒子)，如图l-A所示。在这种初级粒子间以氢键(图l-B)连接成链状结合粒子(图l-C)。这种链状硅石粒子与构成分离胶的疏水有机化合物(图1-D)的粒子间更进一步形成氢键而产生网状结构，构成具有触变性的凝胶状分子(如图1所示)[2]。
![]()
分离胶比重维持在1.05，血清比重约1.02，血块比重约1.08。当分离胶与凝固后的血液在同一试管中离心时，由于对分离胶施加离心力而引起硅石凝聚体中的氢键网状结构被破坏变成链状结构，分离胶就成为黏度低的物质，比分离胶重的血块就移到管的底部，分离胶发生返转现象，形成管底部血块、分离胶、血清3层。当离心机停止转动失去离心力后，分离胶中硅石凝聚体的链状粒子间再次由氢键构成网状结构，恢复初始高黏度凝胶状态，在血清和血块间形成隔离层(见图2)[2]。
血清分离胶促凝管：血液促凝剂是为了临床检验中快速分离血清标本而研制的促凝剂，一般常用硅石粉、玻璃粉、碳素粉末及蛇毒等促凝成分，经特殊加工制成粉剂与球型。粉剂制成无水乙醇悬浮液或者水悬浮液，用定量喷雾器喷涂在血清分离胶真空采血管内壁上，在鼓风干燥箱中<40℃条件下，使无水乙醇和水蒸发干。此分离胶促凝采血管分离的血清标本，直接上机编程多项目系列化检测，即从采血到分离出的血清都在一支管进行检测。采血后放置30 min待血液完全凝固，离心半径8 cm，3 500～4 000 r／min离心10 min，血清、分离胶、血块分层清楚，如果血液没有完全凝固，血清分离胶返转性不好，会出现分离胶隔层和血清、血块之间分离不完全，其原因往往是离心前血液没有完全凝固所致，因为血液凝固不完全可使纤维蛋白混杂在隔离层。必须正确使用血清分离胶促凝采血管，才能制备高品质的血清标本。 血浆分离胶抗凝管；血浆分离胶抗凝管是为快速血浆生化急诊检验所设计，印在分离胶采血管内壁定量喷涂肝素锂和肝素钠抗凝剂，采血后立即混匀、离心，快速获得血浆标本，直接上机检测或上干化学分析仪，15～20 min内就可得到检测结果。肝素钠抗凝剂不能用于快速血浆中的钾、钠测定。BD公司专为高危病原血液标本(SAPS、HIV 等)的采集和运输储存而专门设计的分离胶EDTA抗凝剂真空采血管，即单管一步采集高危病原血液并保持血液标本最佳原始状态[2]。 采血管的材质与采血管壁黏耐性：分离胶采血管的管壁必须与分离胶之间具有牢固的黏附性，其黏附性与采血管的材质有关。 玻璃试管：玻璃试管的主要成分是亲水性硅酸盐，采血后玻璃试管内壁可出现吸附水分子的吸水层，所以，分离胶不能直接黏附于玻璃试管的内壁。随着放置时间的延长，红细胞中的钾或者酶等物质，可以通过水分子吸水层向血清中扩散。所以，玻璃采血管在原状态下保存血清的期限以2~3 d为宜。 塑料采血管：塑料采血管常用聚对苯二甲酸(乙二)醇酯(polyethylene terephthalates，PET)材质制作，是疏水性质，其管壁不产生水分子层(见图3)，分离胶可牢固地黏附着内壁上，红细胞中的钾不能扩散到血清中，因而冷藏保存8 d血清钾含量不变。PET塑料真空采血管可在-2O℃保存标本，这是普通塑料试管和玻璃试管难以达到的。 ![]()
现今各公司几乎都采用PET，其他也有采用聚丙烯(polyprpyrene)、聚酯(polyester)制造的塑料采血管，都是以优越的材质和成型的技术生产的，其高密度塑料具有好的密闭性，较长时间保持负压度，使塑料真空采血的功能发挥得更充分。日本最大的东京八王子参考实验室(SRL)在全国有7O余所网络营业所，真空塑料试管在采血、分离、标本转移、处理、贮存及检验过程中防止意外破损等起到良好的保证，各营业所网络点送来标本SRL 24 h工作，检验项目系列化提高了工作效率。有些公司采用强化玻璃试管，防止在运输及试验过程中试管破损，保护实验室内外环境。 实验证明，凝血因子中的Ⅺ 、Ⅻ 因子接触玻璃试管壁后被激活，一般采血后在23~25℃室温条件下，30 min大部分血液已凝固，完全凝固需要1 h。但是，疏水性的塑料试管壁接触凝血因子Ⅺ 、Ⅻ 时，被激活的能力非常弱，需要2~4 h血液才能完全凝固，影响了分离血清的速度。为此，在采血试管内壁表面喷涂血液促凝剂和加入血液促凝球才能解决上述存在的问题。采血后轻轻倒转试管混合4~5次，置室温立放待血液完全凝固后离心。血液呈现收缩状态，可观察到有血清渗出现象，证明血液完全凝固。玻璃试管和塑料试管都需要硅化试管内壁以防止血细胞附壁，因为硅化后的试管内壁光滑，血细胞不会附着于试管内壁上，避免因离心细胞破碎而引起的溶血影响试验结果[2]。 王永安等人的研究[2]，通过对3家公司分离胶促凝采血管的分析发现，在血清上层表面数毫米以内LDH测定值有增加现象(X因子)，在血清上层10 mm 以下就没有此种现象。经过对分离胶、促凝剂、添加剂、LDH测定原理等分析，三家公司的分离胶促凝采血管进行确认试验都没有任何差异。但是，自动分析仪的类型不同，LDH异常高值的发生率不同，4种自动分析仪中AU-600和日立7250显示稳定，日立7070异常高值发生率高。前两种分析仪采取血清标本时，采血清针振动使上部血清得到混合，LDH测定值显示稳定，后两种分析仪采血清针不振动出现异常高值。从液面数毫米内涂布血清进行染色镜检，确认有白细胞、血小板和其他微粒子多种有形物(X因子)所致LDH增高。如果将血清倒入比色皿中进行检测，就没有此种现象。作者认为这种现象是质量管理中的重要环节，要导入检验技师的系统质量管理中[2]。 石泽报道，离心后的血清标本(分离胶、肝素钠采血管)化学发光酶免疫分析仪直取标本测定HBsAg呈现阳性反应，再次重复测定呈现阴性现象，屡次的经验中都出现过此伪高值现象。他应用TERu-M0、BD、积水、NIPR0 4家公司的真空采血管系列，对血清混合、放置时间、离心时间、检体保存状态、分离胶和添加剂有无的实验数据经过实验分析后指出，伪高值化与有形成分纤维蛋白、微泡型物质、血小板等各种因素有关。测定前混合血清再测就没有呈现伪高值化现象的事例发生。氏家真二等对胶乳免疫凝集反应采血管内壁涂布水溶性硅酮，观察是否干涉实验结果时证明，发光免疫测定法有明显的干涉物质的存在，其机制尚不清楚；而比浊免疫测定法、酶倍增免疫测定法，确认没有干涉作用[2]。 ![]()
3.1分离胶质量 分离胶比重介于血清(血浆)和血细胞之间，这是分离胶返转性(血清分离胶是一种黏性流体，其结构中有大量氢键，通过缔合作用形成网状结构，这种网状结构在离心力的作用下可被破坏，变成黏度低的流体，但当离心力消失后又会重新形成网状结构，这种性质称为触变性。分离胶的密度界于血清和RBC之间，在离心力的作用下，由于密度的原因，分离胶位置由底部升至血清与RBC层之间，形成隔离层，这种现象称为分离胶翻转[3]。)及分离血清(血浆)的物理基础。如果采血管分离胶质量较差，比重达不到要求，势必会影响分离血清(血浆)的效果，容易出现分离胶和血清(血浆)交织在一起的现象。
3.2 血液凝固不完全 离心后有时出现分离胶隔层和血清、血块分离不完全，血清中出现纤维蛋白丝等现象。原因往往是离心前血液没有完全凝固。血液凝固不全可使纤维蛋白混杂在隔离层。必须按说明书正确使用血清分离胶管，等待血液完全凝固后(一般含促凝剂的塑料管需直立放置约30 min，不含促凝剂的采血管需直立放置60-90 min)离心分离血清，才能制备出高质量的血清样本。 3.3 离心温度 离心温度对分离胶促凝管分离血清的效果有显著影响[5]。室温下用普通离心机分离的惰性分离胶促凝管，血清清晰，但有15％~20％ 的样本中出现了大小不一的油性小珠。而用低温离心机离心的试管分离出的血清，未发现油性小珠。温度超过分离胶管要求的贮存温度时，惰性分离胶将溶解在血清中。不但对生化仪样本针及反应杯产生堵塞及污染，而且将对一些生化测定结果产生比较大的影响。 3.4 离心操作 离心是用分离胶促凝管制备高质量血清样本的重要环节，BD公司的分离胶要求采血后立即180。轻轻颠倒混匀8～10次，直立放置30min待样本充分凝固后，用水平式离心机离心10min，离心力维持在1 300-2 000×g，使血清(血浆)与血凝块完全被分离胶分隔。如果离心力过低，作用于分离胶的力较弱，使分离胶返转性不佳，可出现纤维蛋白凝状物停留在血清中或胶体层中，这很容易阻塞自动分析仪样本针。相反，如果离心时间过长，在分离胶凝聚体中由于氢键被切断后再难以形成网状结构，而失去触变性[6]。3.5 血清／血浆的密度 Fatas等[7]发现分离胶层位于血浆层上方的异常现象后，用不同密度、黏度的葡聚糖生理盐水溶液模拟不同状态的血液，研究分离胶不能正常分离血清／血浆的原因。发现血清(血浆)的密度是影响分离胶漂浮的主要原因，而非黏度。任何导致血清(血浆)密度增加并且超过分离胶密度的因素都能引起分离胶返转性异常。例如：高总蛋白(TP)、高血钠、血管造影剂等。此类血液样本的收集应该使用无添加剂的采血管，并且选择合适的时间进行采集。3.5.1 高总蛋白van den Ouweland等[8]用Roche公司Modular生化分析仪进行样本测试，在一个月内发现2例样本引起生化仪和ISE模块样本针的堵针现象。该样本分别来自2例多发性骨髓瘤患者，堵针主要是由样本离心后分离胶分层异常引起的。使用BD PSTTMII和SSTTM I采血管收集该2例患者的血清和血浆样本，离心后发现：血浆样本的分离胶层漂浮在上清液表面，而血清样本的分离胶与血清和红细胞交织在一起。使用无添加剂管收集2例患者血液样本，检测发现TP浓度(139、142 g／L)远高于参考区间上限(60～80 L)。提示血浆／血清高TP可导致分离胶管分离效果异常。 Faught等[9]发现，同一骨髓瘤患者样本(血TP144 g／L)用Greiner Bio·One Vacuette Li—Heparintubes和BD Li—Heparin Plasma Vacutainer SST tubes两种采血管同时采集血样，经过同样的处理程序进行离心后，前者采血管分层后分离胶位于血浆上方，而后者分离胶分层正常。通过葡聚糖模拟不同梯度的血浆浓度，发现前者采血管在相对较低葡聚糖浓度时就会发生分离胶漂浮现象，而后者采血管在较高浓度时才会发生。这主要是由于两种分离胶比重不同引起的，当TP浓度更高时，后者(BD)采血管也会出现分离胶漂浮现象。 3.5.2 高血钠 自某肾透析患者的透析导管(患者肾衰竭，行静脉穿刺比较困难)采集血样离心后，分离胶漂浮于血清表面。该样本血钠浓度为4 800mmol／L，是正常样本上限的35倍。在临床上，为了预防感染和血栓发生，透析导管中往往滴注有Citra-Lock(467 g／L的枸橼酸三钠)，Citra-Lock导致了血钠浓度异常上升。通过向某正常血样中滴注Citra-Lock来验证高血钠是否能导致分离胶分层异常，证实每增加10 微升，血钠浓度就提高20 mmol／L。当在SST TM中滴注Citra-Lock达0.5 mL，血清密度已高于血凝块密度，导致血清位于最下层，分离胶在最上层[10]。说明高血钠可导致分离胶管分离效果异常。 3.5.3 血管造影剂用PSTTMII收集某血样，离心后分离胶漂浮于血浆表面，直接上机检测后，引起生化仪样本针堵针。该样本采集于刚经过影像学检查的患者，血液中被注射有血管造影剂。研究证实，当注射血管造影剂超过300 mL，立即行静脉穿刺收集血液，离心后分离胶会漂浮在血清／血浆上方。血管造影剂注射后，至少需要等待一个半衰期(约2 h)才能进行静脉采血[11]。
在对检测结果的影响方面，部分厂家采血管对某些常规项目有干扰，例如：TG、高半胱氨酸[12-14]等。部分厂家(主要是进口采血管)对测试的干扰仅集中在某些特殊项目，如美沙酮[15] 、三碘甲腺原氨酸、总游离脂肪酸[16-17] 等。分离胶还可能与某些疏水性药物结合，引起其浓度降低[18] 。漂浮在上清液表面的分离胶或油滴可能干扰分析仪器的样本针和反应杯，也可对免疫学反应产生物理干扰[19]，影响检测结果准确性。 在分离胶采血管临床应用中，许多不规范操作会影响分离效果，某些分离胶采血管对部分检测项目有干扰。这些问题在日常质控和常规测试中不易被发现。为确保检验结果的真实可信，做好血液样本检测前质量控制工作是十分重要的。 从理论上讲，分离胶采血管可以满足快速提供高质量的血液样本的需求，隔离层的形成也能使血液样本成分更稳定。但是分离胶采血管临床应用也有不足，采血管生产厂家和临床实验室都应该意识到这些不足。各厂家除了努力提高质量外，更应致力于提供给实验室人员一套临床血液样本解决方案，即在采血管运输、储存、血液采集、离心过程中的操作规范等。而临床实验室应该把分离胶采血管规范化使用作为分析前的一项重要质量控制程序，使用前做好采血管的验证和评价，上机测试前注意观察分离效果[4]。[2] 王永安,吉本秋雄,廖富荣,徐维家.血清(或血浆)分离胶采血管的理论基础及临床应用.[J].国际检验医学杂志，2007年9月第28卷第9期.[3] 张靖宇,范洪,路炳通,胡海涛.血清免疫球蛋白等因素对分离胶采血管血液分离效果的影响.[J].检验医学,2018 年4 月第 33 卷第 4 期.[4] 赵立飞,徐建华,解传芬,罗威.黄宪章.临床应用分离胶采血管需注意的问题.[J].临床检验杂志,2012年7月第30卷第7期.[5] 梁世锦，易向民．离心温度对惰性分离胶真空促凝管的影响[J]．临床医学工程，2010，14(4)：53-54[6] 王永安，吉本秋雄，徐维家．血清分离胶促凝采血管的理论基础及临床应用[J]．中国检验医学与I临床，2003，4(3)：F003-F004.[7] Fatds M，Franquelo P，Franquelo R．Anomalous flotation of separatorgel：density or viscosity?[J]．Clin Chem，2008，54(4)：771-774.[8] vail den Ouweland JM，Church S．High total protein impairs appropri-ate gel barrier formation in BD vacutainer blood collection tubes[J]．Clin Chem，2007，53(2)：364-365．[9] Faught RC，Marshall J，Bornhorst J．Solution densities and estimatedtotal protein contents associated with inappropriate flotation of separa-tor gel in different blood colection tubes[J]．Arch Pathol Lab Med，2011，135(9)：1081-1084．[10] Srivastava R，Murphy MJ，Card J，et a1．The case of the floating gel[J]．J Clin Pathol，2004，57(12)：1333-1334．[11] Spiritus T，Zaman Z，Desmet W．Iodinated contrast media interferewith gel barrier formation in plasma and serum separator tubes[J]．Clin Chem，2003，49(7)：1187—1189．[12] 郭新胜，高元法，张秀明，等．分离胶处理标本不适合离子选择电极法监测血锂浓度[J]．临床检验杂志，2004，22(4)：288-289．[13] 汪俊汉，张艳平．劣质血清分离胶对甘油三酯测定的影响[J]．国际检验医学杂志，2006，27(9)：847-848．[14] 张福军，张玲，马莉．分离胶对血清同型半胱氨酸测定的影响[J]．检验医学与临床，2010，7(22)：2484-2485.[15] Berk SI，Litwin AH，Du Y，et a1．False reduction in serum metha-done concentrations by BD vacutainer serum separator tubes(SST TM)[J]．Clin Chem，2006，52(10)：1972—1974．[16] Bowen RA，Chan Y，Cohen J，et a1．Effect of blod collection tubeson total triiodothyronine and other laboratory assays[J]．ClinChem，2005，51(2)：424-433．[17] Bowen RA，Vu C，Remaley AT，et a1．Diferential effect of bloodcollection tubes on total free fatty acids(FFA)and total tfiiodothy—ronine(TT3)concentration：A model for studying interference fromtube constituents[J]．Clin Chim Acta，2007，378(1-2)：181—193．[18] Karppi J，Akerman KK，Parviainen M．Suitability of collection tubeswith separator gels for collecting and storing blood samples for therapeuticdrug monitoring(TDM)[J]．Clin Chem Lab Med，2000，38(4)：313-320．[19] Selby C．Interference in immunoassay[J]．Ann Clin Bioehem，1999，36(Pt 6)：704-721．![]()
