新品上架丨内含子突变致病的典型案例:ELP1&ELP1 IVS20+6T>C家族性自主神经功能障碍人源化模型

文摘   2024-08-26 17:30   广东  

在基因转录过程中,外显子和内含子都会被复制到前体信使RNA(pre-mRNA)中,随后通过剪接去除内含子,获得编码序列,最终翻译成蛋白质。随着全基因组测序的发展,人们逐渐认识到内含子突变在多种疾病,尤其是罕见病中,具有重要作用。研究表明,约10%-30%的疾病相关基因突变(主要为内含子突变)会影响剪接或通过调控元件(如增强子和沉默子)的失调,引发隐性剪接位点激活、假外显子包含和外显子跳跃等机制,最终导致疾病。这些机制通常会产生提前终止密码子(PTC),引发无义介导的RNA降解(NMD)、蛋白质二级结构改变或基因/蛋白表达水平失调[1-3]。今天为大家介绍的家族性自主神经功能障碍研究模型,即是由内含子突变引发的典型疾病案例。


图1 内含子突变对Pre-mRNA剪接的常见影响类型[3]


家族性自主神经功能障碍(FD)

与ELP基因内含子突变


家族性自主神经功能障碍(FD)是一种罕见的遗传性神经系统疾病,由神经元发育受损和中枢神经系统退化引起。患者因自主神经系统和感觉神经系统的缺陷,表现出多汗、间歇性高血压、流涎、吞咽困难、大小便失常、呼吸困难及周期性呕吐等症状。该病具有种族特异性,主要影响德系犹太人,在该人群中的发病率约为1/3600,仅约50%的患者能存活至40岁[4-5]。ELP1(IKBKAP)基因编码延伸复合物组成部分,在神经元的发育和功能中发挥重要作用。几乎所有FD患者都携带ELP1基因双拷贝突变,其中超过99%为第20号内含子5'剪接位点突变(IVS20+6T>C)。该突变破坏了U1小核核糖核蛋白与第20号内含子供体剪接位点的碱基配对,导致第20号外显子跳跃[4-6]这种错误剪接导致转录本框架移位,产生提前终止密码子(PTC),从而翻译出截短的ELP蛋白,最终导致神经元损伤和死亡。


图2 ELP1/IKBKAP内含子突变IVS20+6T>C导致转录本剪接异常的机制[6]


靶向ELP1的FD疗法及相关动物模型


目前,FD尚无根治方法,治疗策略主要集中在对症治疗和支持性护理,以缓解症状并预防并发症。由于IVS20+6T>C突变是FD最常见的致病突变,研究的重点在于纠正该突变引起的错误剪接模式,以生成全长ELP1蛋白。冷泉港实验室和PTC Therapeutics的研究人员在这一领域开展了诸多研究,包括反义寡核苷酸(ASO)和小分子药物的开发[7-9]。研究表明,使用野生型小鼠研究内含子突变ELP1基因的剪接模式不可行,而纯合Elp1基因敲除小鼠会在胚胎期死亡。表达带有人源突变ELP1基因的转基因小鼠由于正常水平的内源性小鼠Elp1基因表达,未表现出明显的疾病表型,因此需要结合小鼠内源性Elp1基因单拷贝敲除,但这仍存在转基因拷贝不稳定和表型不一致等问题[10-12]。此外,由于小鼠和人类基因剪接模式的差异,将小鼠Elp1基因第20号外显子及其两侧内含子人源化并引入IVS20+6T>C突变,同样未能产生表型[13]


图3 通过小分子药物调控IKBKAP IVS20+6T>C第20号外显子剪接模式[9]


以上研究表明,在小鼠体内研究ELP1基因剪接模式可能需要更长甚至全长人类ELP1基因序列。针对这一需求,赛业生物研发了小鼠Elp1基因人源化的B6-hELP1模型(产品编号:I001203)其中小鼠Elp1基因从起始密码子到终止密码子的序列被原位替换为人源ELP1基因的对应序列。此外,在此基础上还构建了IVS20+6T>C人源化疾病模型,以满足广大科研人员在FD研究中的需求。


B6-hELP1小鼠成功表达人源ELP1基因


检测结果表明,在B6-hELP1小鼠的大脑皮层、肾脏、肝脏、骨骼肌和心脏中均存在人源ELP1基因的显著表达,且不存在鼠源Elp1基因的表达。


图4 B6-hELP1小鼠和野生型小鼠体内人源ELP1基因和鼠源Elp1基因的表达


总  结

目前FD治疗研究主要集中在纠正突变引起的错误剪接模式,以生成全长ELP1蛋白。B6-hELP1模型(产品编号:I001203)在小鼠体内表达全长的人源ELP1基因,并且不存在小鼠内源性Elp1基因的干扰,可用于FD研究。根据前期研究,基于B6-hELP1小鼠构建的B6-hELP1 IVS20+6T>C人源化点突变模型(在研)预计将出现与人类FD相似的表型。


此外,赛业生物在神经、眼科等疾病研究领域开发了多种遗传疾病模型和人源化模型,为研究人员开发针对不同疾病的靶向药物提供了有力支持。


HUGO-GT®全基因组人源化模型



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参考文献:

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[2]Chiang HL, Chen YT, Su JY, Lin HN, Yu CA, Hung YJ, Wang YL, Huang YT, Lin CL. Mechanism and modeling of human disease-associated near-exon intronic variants that perturb RNA splicing. Nat Struct Mol Biol. 2022 Nov;29(11):1043-1055.

[3]Lord J, Baralle D. Splicing in the Diagnosis of Rare Disease: Advances and Challenges. Front Genet. 2021 Jul 1;12:689892.

[4]Rubin BY, Anderson SL. IKBKAP/ELP1 gene mutations: mechanisms of familial dysautonomia and gene-targeting therapies. Appl Clin Genet. 2017 Dec 15;10:95-103.

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[6]Rubin BY, Anderson SL. The molecular basis of familial dysautonomia: overview, new discoveries and implications for directed therapies. Neuromolecular Med. 2008;10(3):148-56.

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[10]Dietrich P, Yue J, E S, Dragatsis I. Deletion of exon 20 of the Familial Dysautonomia gene Ikbkap in mice causes developmental delay, cardiovascular defects, and early embryonic lethality. PLoS One. 2011;6(10):e27015.

[11]Hims MM, Shetty RS, Pickel J, Mull J, Leyne M, Liu L, Gusella JF, Slaugenhaupt SA. A humanized IKBKAP transgenic mouse models a tissue-specific human splicing defect. Genomics. 2007 Sep;90(3):389-96.

[12]Morini E, Dietrich P, Salani M, Downs HM, Wojtkiewicz GR, Alli S, Brenner A, Nilbratt M, LeClair JW, Oaklander AL, Slaugenhaupt SA, Dragatsis I. Sensory and autonomic deficits in a new humanized mouse model of familial dysautonomia. Hum Mol Genet. 2016 Mar 15;25(6):1116-28.

[13]Bochner R, Ziv Y, Zeevi D, Donyo M, Abraham L, Ashery-Padan R, Ast G. Phosphatidylserine increases IKBKAP levels in a humanized knock-in IKBKAP mouse model. Hum Mol Genet. 2013 Jul 15;22(14):2785-94.


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